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실험 3: 혼합 인구로부터 순수한 배양물 얻기 - 생물학

실험 3: 혼합 인구로부터 순수한 배양물 얻기 - 생물학



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논의

실험 2에서 설명한 바와 같이 미생물은 자연계에 혼합 개체군으로 존재합니다. 혼합 인구에서 순수한 문화를 얻는 데는 두 가지 주요 단계가 포함됩니다.

  1. 첫째, 혼합물은 다양한 개별 미생물이 배양 후 다른 미생물의 집락에서 분리된 눈에 보이는 집락을 형성할 만큼 충분히 멀리 떨어져 분리될 때까지 희석해야 합니다. 이 판을 격리판이라고 합니다.
  2. 그런 다음, 격리된 콜로니는 격리 플레이트(그림 1)를 무균적으로 "제거"하고 새로운 멸균 배지로 옮길 수 있습니다(그림 3 참조). 배양 후, 새로운 문화의 모든 유기체는 동일한 유기체, 즉 순수한 문화의 후손이 됩니다.

그림 1: 순수한 배양을 얻기 위해 페트리 플레이트의 단일 콜로니 0ff 선택 페트리 플레이트에서 박테리아를 제거하기 전에 먼저 루프를 배양액에서 멀리 떨어진 한천에 붙여 냉각합니다.

A. STREAK PLATE 분리 방법

분리된 콜로니를 얻기 위해 한천 표면에서 박테리아 세포를 분리하는 가장 일반적인 방법은 실험실 2에서 페트리 플레이트를 접종하기 위해 사용한 스트릭 플레이트 방법입니다. 기계적 수단으로 샘플을 희석하는 간단하고 신속한 방법을 제공합니다. 루프가 한천 표면을 가로질러 줄무늬가 생기면서 개별 분리된 유기체가 한천에 침착될 때까지 점점 더 많은 박테리아가 문질러집니다. 인큐베이션 후, 줄무늬 패턴의 시작 부분에 있는 영역은 합류 성장을 보여주지만 패턴의 끝 부분에 가까운 영역은 별개의 집락을 보여야 합니다(그림 2A 및 그림 2B 참조).

B. POUR PLATE 및 SPIN PLATE 분리 방법

박테리아를 분리하는 또 다른 방법은 푸어 플레이트(pour plate) 방법입니다. 이랑 접시를 붓다 방법, 박테리아는 액체 전체에 고르게 분포되고 분리될 때까지 녹은 한천과 혼합됩니다. 그런 다음 녹은 한천을 빈 접시에 붓고 응고시킵니다. 배양 후, 분리된 박테리아 콜로니가 한천과 한천 모두에서 자라는 것을 발견할 수 있습니다.

NS 스핀 플레이트 방식 멸균수, 식염수 또는 브로쓰 튜브에 박테리아 샘플을 희석하는 작업이 포함됩니다. 희석된 박테리아의 작은 샘플을 한천 플레이트의 표면에 피펫팅합니다. 그런 다음 멸균된 구부러진 유리 막대를 사용하여 박테리아를 전체 한천 표면에 고르게 퍼뜨립니다(그림 4 참조). 실습 4에서는 이 기술을 박테리아를 계산하는 플레이트 카운트 방법의 일부로 사용할 것입니다.

C. 전문 매체의 사용

스트릭 플레이트 방법과 같은 기계적 분리 기술을 보완하기 위해 많은 특수용지 미생물학자가 특정 미생물의 분리 및 식별을 돕기 위해 사용할 수 있습니다. 이러한 특수 목적 매체는 선택 매체, 차등 매체, 강화 매체, 선택 및 차등 매체 조합의 네 그룹으로 나뉩니다.

1. 선택적 매체: 선택적 배지에는 추가된 에이전트가 있습니다. 한 유기체 그룹의 성장을 억제하면서 다른 그룹의 성장은 허용. 예를 들어, 컬럼비아 CNA 한천 그람 음성균의 성장을 억제하지만 그람 양성균의 성장을 억제하지 않는 항생제 콜리스틴과 날리딕산이 첨가되었습니다. 따라서 그람양성균에 대해 선택적이라고 하며, 그람양성균과 그람음성균의 혼합물을 분리하는데 유용할 것이다.

2. 차동 매체: 차동 매체에는 다음과 같은 첨가제가 포함되어 있습니다. 관찰 가능한 색상 변화를 유발 특정 화학 반응이 일어날 때 매체에서. 그들은 일부 생화학적 특성에 따라 박테리아를 구별하는 데 유용합니다. 다시 말해, 특정 유기체가 특정 생화학 반응을 수행할 수 있는지 여부를 나타냅니다. 정상적인 신진 대사 동안. 그러한 많은 배지는 미생물의 식별을 돕기 위해 미래의 실험실에서 사용될 것입니다.

3. 강화 매체: 농축 배지에는 다음과 같은 첨가제가 포함되어 있습니다. 특정 유기체의 성장을 향상. 이것은 배양하려는 유기체가 혼합물에서 자라는 다른 유기체에 비해 상대적으로 적은 수로 존재할 때 유용합니다.

4. 조합 선택 및 차동 매체: 선택 및 차동 매체의 조합 한 유기체 그룹의 성장은 허용하면서 다른 그룹의 성장은 억제. 또한, 성장할 수 있는지 여부에 따라 성장하는 유기체를 구별합니다. 특정 화학 반응을 수행.

예를 들어, 맥콩키 한천 (그림 6 참조)는 까다롭지 않은 그람 음성 간상체의 분리, 특히 가족 구성원 장내세균과 그리고 속 슈도모나스, 그리고 발효 유당과 비발효 그람음성간균의 감별. 맥콩키 한천 대부분의 그람 양성균의 성장을 억제하지만 대부분의 그람 음성균의 성장에는 영향을 미치지 않는 담즙염뿐만 아니라 염료 크리스탈 바이올렛을 포함합니다.. 그람음성균이 배지에서 유당당을 발효시키면 최종 산 생성물이 배지의 pH를 낮춥니다. 한천의 중성 빨간색은 pH가 6.8 아래로 떨어지면 빨간색으로 바뀝니다. pH가 떨어지면 중성 빨간색이 박테리아에 흡수되어 집락이 밝은 분홍색에서 빨간색으로 나타납니다.

결과는 다음과 같이 해석됩니다.

  • 유당의 강력한 발효 박테리아에 의한 높은 수준의 산 생성으로 인해 집락과 합류 성장이 나타납니다. 밝은 분홍색에서 빨간색으로. 생성된 산은 충분히 높은 농도에서 배지의 담즙산염이 용액에서 침전되어 성장을 둘러싼 한천에 나타나는 분홍색 침전물(흐림) (그림 7 참조).
  • 유당의 약한 발효 박테리아에 의해 집락과 합류 성장이 나타납니다. 분홍색에서 빨간색으로, 그러나 담즙염의 침전 없이는 성장을 둘러싼 한천에 분홍색 침전물(흐림)이 없음 (그림 8 참조).
  • 만약 박테리아가 유당을 발효시키지 마십시오, 콜로니와 합류 성장이 나타납니다. 무색 박테리아를 둘러싼 한천은 비교적 투명하게 유지됩니다(그림 9 참조).

MacConkey 한천의 전형적인 콜로니 형태는 다음과 같습니다.

대장균: 집락과 합류 성장은 밝은 분홍색에서 빨간색으로 나타나고 성장을 둘러싼 한천에서 분홍색 침전물(흐림)로 둘러싸여 있습니다(그림 7 참조).

엔테로박터 그리고 클렙시엘라: 집락과 합류 성장은 밝은 분홍색에서 빨간색으로 보이지만 성장을 둘러싼 한천에서 분홍색 침전물(흐림)로 둘러싸여 있지 않습니다(그림 8 참조).

살모넬라균, 세라티아, 프로테우스, 그리고 시겔라: 무색 집락; 한천은 비교적 투명합니다(그림 9 참조).

미생물학자가 사용할 수 있는 특수 목적 매체는 문자 그대로 수백 가지입니다. 오늘 우리는 기계적 분리 기술(줄무늬 플레이트)을 선택 및 선택적 차동 배지와 결합하여 박테리아 혼합물에서 순수한 배양물을 얻을 것입니다. 병원성 박테리아의 분리 및 식별을 다루는 12-16과 같은 미래의 연구실에서 우리는 많은 추가 특수 목적 배지를 사용할 것입니다.

미디어

다음 배지 각각의 한 접시: Trypticase Soy agar, Columbia CNA agar, MacConkey agar.

유기체

다음 그람 양성 박테리아 중 하나와 다음 그람 음성 박테리아 중 하나의 혼합물을 포함하는 브로쓰 배양:

  • 가능한 그람 양성 박테리아:
    • 마이크로코커스 루테우스. 테트라드 또는 사르시나 배열을 갖는 그람 양성 구균; Trypticase Soy agar에 노란색의 수불용성 색소가 있는 볼록한 원형 콜로니를 생성합니다.
      • 마이크로코커스 루테우스 TSA에서 성장
      • 클로즈업 마이크로코커스 루테우스 TSA에서 성장
    • 포도상구균 표피. 포도상 구균 배열을 가진 그람 양성 구균; Trypticase Soy agar에서 원형의 볼록하고 착색되지 않은 콜로니를 생성합니다.
      • 포도상구균 표피 TSA에서 성장
      • 클로즈업 포도상구균 표피 TSA에서 성장
  • 가능한 그람 음성 박테리아:
    • 대장균. 그람 음성 간균; Trypticase Soy agar에서 불규칙하고 융기된 착색되지 않은 집락을 생성합니다.
      • 대장균 TSA에서 성장
    • 엔테로박터 에어로제네스. 그람 음성 간균; Trypticase Soy agar에서 불규칙하게 융기되고 착색되지 않은 점액성 콜로니를 생성합니다.
      • 엔테로박터 에어로제네스 TSA에서 성장

다음 3개의 실험실에서는 혼합물에 있는 각 유기체의 순수한 배양물을 얻고 어떤 2개의 박테리아가 있는지 확인하려고 시도할 것입니다. 오늘 분리된 콜로니를 얻기 위해 혼합물에서 박테리아를 분리하려고 할 것입니다. 다음 연구실 혼합물에서 2개의 박테리아를 식별하고 각각의 순수한 배양물을 얻기 위해 2개의 박테리아 각각의 단일 분리된 콜로니를 선택합니다. NS 다음 연구실 두 개의 순수한 문화 각각에 대한 현미경 슬라이드를 준비하여 실제로 순수한지 확인합니다.

절차(쌍으로 수행)

1. 오늘 사용하는 3개의 페트리 플레이트 각각의 바닥에서 아래와 같이 왁스 마커와 라벨을 사용하여 플레이트를 3등분합니다. 이것은 당신의 줄무늬를 안내할 것입니다.

2. 그람 양성균과 그람 음성균을 모두 키우는 Trypticase Soy agar(TSA)는 일반적으로 분리 배지로 사용되지 않지만 엄격한 기계적 방법을 사용하여 혼합물에서 두 유기체의 분리된 집락을 얻으려고 시도합니다. . 그러나 종종 하나의 박테리아가 혼합물에서 다른 박테리아를 과도하게 성장시키며, 분리된 콜로니를 얻을 ​​수 있을 만큼 더 풍부한 유기체를 퍼뜨릴 때까지 더 적은 수의 박테리아는 더 이상 루프에 없으므로 각 박테리아의 단일 콜로니를 볼 수 없습니다. 다음에는 TSA.

실험 2, 그림 4 및 그림 5에 설명된 두 가지 줄무늬 패턴 중 하나를 사용하여 Trypticase Soy agar 플레이트에 혼합물을 줄무늬로 만듭니다. 한천

3. Columbia CNA 한천(그람 양성 박테리아에 대해 선택적인) 플레이트에 분리를 위해 동일한 혼합물을 줄입니다(그림 5 참조).

  • 마이크로코커스 루테우스 Columbia CNA 한천에서 성장.
  • 포도상구균 Columbia CNA 한천에서 성장.

4. 5) MacConkey 한천 플레이트(그람 음성 박테리아에 대해 선택적이고 박테리아 패밀리의 특정 구성원에 대해 감별) 장내세균과).

  • 대장균 MacConkey 한천에서 성장.
  • 엔테로박터 에어로제네스 MacConkey 한천에서 성장.

5. 3개의 플레이트를 배양합니다. 의 선반에 있는 페트리 플레이트 홀더에 거꾸로 쌓아 37°실험실 섹션에 해당하는 C 인큐베이터 다음 실습 기간까지.

결과

1. Trypticase Soy agar, Columbia CNA agar, MacConkey agar 플레이트에서 분리된 콜로니를 관찰합니다. 관찰과 결론을 기록하십시오.

트립티카제 간장 한천

관찰

결론

컬럼비아 CNA 한천

관찰

결론

맥콩키 한천

관찰

결론

2. 성장하고 있는 세 가지 판 중 하나를 사용:

NS. 무균적으로 뽑다 단일 고립 식민지 방금 식별한 원래 혼합물의 두 박테리아 각각을 별도의 Trypticase Soy agar 플레이트에 옮깁니다. (그림 참조. 격리를 위해 접시에 줄을 긋다 실습 2와 3에서 배운 것처럼

NS. 단일 식민지를 선택할 때, Agar 표면 자체를 건드리지 않고 집락의 상단 부분을 제거하십시오. 한천 표면에서 억제된 박테리아를 선택하는 것을 방지합니다. 해당 TSA 플레이트에 성장 중인 박테리아(속 및 종)의 이름을 기록했는지 확인하십시오..

씨. 페트리 플레이트 홀더에서 플레이트를 거꾸로 인큐베이션하십시오. 37시에° 다음 실습 기간까지. 이것은 Lab 5(직접 및 간접 염색)의 순수 배양물이 됩니다.

랩 3의 성과 목표

이 실습을 완료한 후 학생은 다음 목표를 완료할 수 있습니다.

논의

1. 그람 양성균과 그람 음성균의 혼합물과 Columbia CNA, MacConkey 및 Trypticase Soy agar 플레이트가 주어졌을 때 각 유기체의 순수한 배양물을 최종적으로 얻기 위해 취해야 할 단계를 설명하십시오.

2. 정의: 선택 배지, 차등 배지, 농축 배지 및 조합 선택-차등 배지.

3. Columbia CNA 한천과 MacConkey 한천의 유용성을 기술하십시오.

4. MacConkey 한천에서 재배했을 때 다음이 어떻게 나타나는지 설명하십시오.

NS. 대장균
NS. 엔테로박터 에어로제네스
씨. 살모넬라균

절차

1. 스트리크 플레이트 분리 방법을 사용하여 미생물 혼합물에서 분리된 집락을 얻습니다.

2. 스트리크 플레이트에서 자라는 미생물 군집을 분리하여 무균 배지에 옮겨 순수한 배양액을 얻습니다.

결과

1. Columbia CNA agar 또는 MacConkey agar 플레이트에 별개의 콜로니가 표시되면 결과를 올바르게 해석합니다.

셀프퀴즈


실험 3: 혼합 집단에서 순수한 배양물 얻기 - 생물학

순수 문화의 분리

미생물은 일반적으로 혼합 개체군으로 자연(공기, 토양 및 물)에서 발견됩니다. 식물과 동물의 병든 부분에도 다른 환경의 미생물과는 확연히 다른 많은 수의 미생물이 포함되어 있습니다. 환경에서 특정 미생물이 수행하는 특정 역할을 연구하려면 순수 배양에서 동일한 미생물을 분리해야 합니다. 순수 배양은 혼합된 개체군에서 개별 미생물을 분리하는 것뿐만 아니라 그러한 개체와 그 자손을 다른 미생물이 자랄 방법을 찾지 못하는 인공 배지에서 유지하는 것을 포함합니다.

그러나 자연 서식지에서 개별 미생물을 분리하고 부과 된 실험실 조건에서 성장시키는 것은 쉽지 않습니다. 이를 위해서는 많은 실험실 조작이 필요합니다. 자연 서식지의 접종물을 채취하여 배양 배지에서 자라게 하면 많은 수의 다양한 집락이 발생하여 혼잡으로 인해 함께 실행되어 개체성을 잃을 수 있습니다. 따라서 각각의 집락이 뚜렷하고 크고 특징적인 성장 형태를 나타내도록 서로 잘 분리되도록 하는 것이 필요합니다. 이러한 콜로니는 쉽게 선택하고 자세한 연구를 위해 별도로 성장할 수 있습니다. 순수한 배양액을 얻기 위한 몇 가지 방법이 사용됩니다. 일부 일반적인 방법은 대다수의 미생물학자가 일상적으로 사용하는 반면 다른 방법은 특별한 목적으로 사용됩니다.

순수 배양의 일반적인 분리 방법

효모, 대부분의 박테리아, 기타 많은 미세균류 및 단세포 미세조류와 같은 고체 배지에서 별개의 집락을 형성하는 미생물의 순수한 배양은 스트릭 플레이트 방법, 푸어 플레이트 방법 및 스프레드 플레이트 방법과 같은 도금 방법에 의해 가장 일반적으로 얻어질 수 있습니다.

그러나 아직 고체배지에서 성공적으로 배양되지 않고 액체배지에서만 배양가능한 미생물은 일반적으로 연속희석법으로 분리된다.

줄무늬 플레이트 방식

이 방법은 박테리아의 순수한 배양을 분리하는 데 가장 일반적으로 사용됩니다. 소량의 혼합 배양액을 접종 루프/바늘 끝에 놓고 한천 배지 표면에 줄무늬를 둡니다. 연속적인 줄무늬는 접종물을 충분히 "얇아지게"하고 미생물은 서로 분리됩니다. 일반적으로 재접종 없이 동일한 루프/바늘로 두 번째 플레이트에 줄무늬를 만드는 것이 좋습니다. 이 플레이트는 콜로니가 성장할 수 있도록 배양됩니다. 이 방법의 핵심 원리는 스트리킹을 통해 박테리아 세포가 한천 표면에 침착될 때 페트리 플레이트의 표면을 가로질러 희석 구배가 설정된다는 것입니다. 이 희석 구배 때문에 세균 세포가 거의 침착되지 않은 배지 부분에서는 합류 성장이 일어나지 않습니다.

다양한 스트리킹 방법

아마도 각 콜로니는 단일 미생물 세포의 자손이므로 순수한 배양의 클론을 나타냅니다. 이러한 분리된 콜로니는 멸균 접종 루프/바늘을 사용하여 별도로 선택하고 순도를 보장하기 위해 신선한 배지에 다시 스트리킹합니다.

푸어 플레이트 방식

이 방법은 녹은 한천 배지와 혼합된 희석된 샘플의 도금을 포함합니다. 주요 원리는 배지 내에서 세균 세포의 완전한 분포를 허용하기 위해 액화 한천 배지를 포함하는 연속적인 튜브에서 접종물을 희석하는 것입니다. 여기에서, 박테리아의 혼합 배양은 42-45°C의 온도에서 액체 상태로 유지되는 용융된 한천 배지를 포함하는 튜브에서 직접 희석됩니다(한천은 42°C 미만에서 응고됨).
박테리아와 녹은 배지가 잘 섞입니다. 각 튜브의 내용물을 별도의 페트리 플레이트에 붓고 응고되도록 한 다음 배양합니다. 박테리아 집락이 발달할 때, 분리된 집락이 한천 배지(표면 아래 집락)와 배지(표면 집락) 모두에서 발달하는 것을 발견합니다. 이러한 분리된 콜로니는 접종 루프에 의해 선택되고 순도를 보장하기 위해 다른 페트리 플레이트에 줄무늬가 생깁니다.

푸어 플레이트 방법은 다음과 같은 특정 단점이 있습니다. 따라서 이 기술은 액체 한천 배지의 온도가 호냉성 미생물의 분리에 적합하지 않음이 입증되었습니다.

그러나 푸어 플레이트 방법은 순수 배양물을 분리하는 데 사용하는 것 외에도 배양물에 존재하는 생존 가능한 박테리아 세포의 수를 결정하는 데에도 사용됩니다.

NS. 배지/희석

NS. 접시를 붓고

씨샵. 배양 후 식민지 발달. 제어는 멸균된 도금 매체만으로 구성됩니다.

분리된 콜로니를 선택하고 순도를 보장하기 위해 신선한 배지로 옮깁니다. 푸어 플레이트 방법과 대조적으로 이 방법에서는 표면 콜로니만 발달하고 미생물이 녹은 한천 배지의 온도를 견딜 필요가 없습니다.

스프레드 플레이트 방식

이 방법에서 미생물의 혼합 배양물은 (pour plate 방법과 달리) 녹은 한천 배지에서 희석되지 않고 오히려 멸균 액체, 일반적으로 물 또는 생리 식염수를 포함하는 일련의 튜브에서 희석됩니다. 각 튜브에서 희석된 액체 한 방울을 한천 플레이트의 중앙에 놓고 멸균된 구부러진 유리 및 쉬로드를 사용하여 표면에 고르게 퍼뜨립니다.

이제 배지가 배양됩니다. 한천 배지 플레이트에서 콜로니가 발달할 때, 잘 분리된 콜로니가 성장하는 일부 플레이트가 있음을 발견합니다. 이것은 플레이트의 배지에 희석된 액체 한 방울을 퍼뜨려 개별 미생물을 분리한 결과로 발생합니다.

연속 희석 방법

앞서 언급한 바와 같이, 이 방법은 일반적으로 고체 배지에서 성공적으로 배양되지 않고 액체 배지에서만 성장하는 미생물의 순수한 배양물을 얻는 데 사용됩니다. 혼합 배양에서 우세한 미생물은 일련의 희석에 의해 순수한 형태로 분리될 수 있습니다.

접종물을 멸균 액체 배지에서 연속 희석하고, 다수의 멸균 액체 배지 튜브에 각 연속 희석액의 분취량을 접종합니다. 이 희석의 목적은 일련의 튜브에 미생물 현탁액을 접종하여 일부 튜브에서 단 하나의 개별 미생물의 성장을 보여주는 희석된 미생물 현탁액을 접종하는 것입니다. 편의상 1,000개의 미생물을 포함하는 10ml의 액체 배지를 포함하는 배양이 있다고 가정합니다. 즉, 액체 배지 1ml당 100개의 미생물을 포함합니다.

연속 희석법

이 배지 1ml를 꺼내서 신선한 멸균 액체 배지 9ml와 혼합하면 10ml 또는 10미생물/ml에 100개의 미생물이 있게 됩니다. 이 현탁액 1ml를 다른 9ml에 추가하면. 신선한 멸균 액체 배지의 경우 각 ml에는 이제 단일 미생물이 포함됩니다. 이 튜브에 미생물 성장이 보이면 이 성장은 배지에 단일 미생물이 도입된 결과이며 해당 미생물의 순수한 배양을 나타낼 가능성이 매우 높습니다.

순수 배양의 특별한 분리 방법

1. 단일 세포 분리 방법

이 방법으로 혼합 배양액에서 필요한 종류의 개별 세포를 추출합니다.
그리고 성장이 허용됩니다. 다음 두 가지 방법을 사용하고 있습니다.

(NS) 모세관 피펫 방법

적절하게 희석된 배양 배지 몇 방울을 모세관으로 끌어온 멸균 피펫으로 멸균 유리 커버슬립 위에 놓습니다. 그런 다음 한 방울의 미생물만 들어 있는 그런 방울을 찾을 때까지 현미경으로 각 방울을 검사합니다. 이 방울은 멸균 모세관 피펫으로 신선한 배지로 제거됩니다. 방울에 존재하는 개별 미생물이 증식하기 시작하여 순수한 배양물을 생성합니다.

(ii) 미세 조작기 방법

혼합 배양액에서 단일 세포를 골라낼 수 있는 미세 조작기가 만들어졌습니다. 이 기기는 현미경과 함께 매달린 드롭 제제에서 단일 세포(특히 세균 세포)를 선택하는 데 사용됩니다. 마이크로 조작기에는 마이크로미터 조정 기능이 있어 마이크로피펫을 좌우, 앞뒤, 위아래로 움직일 수 있습니다. 희석된 배양액의 일련의 교수형 방울을 마이크로피펫으로 특수 멸균 커버슬립에 놓습니다.

이제 단일 미생물 세포만 포함된 교수형 드롭이 검색됩니다. 이 세포는 부드러운 흡입에 의해 마이크로피펫으로 그려진 다음 다른 멸균 커버슬립에 멸균 배지의 큰 방울로 옮깁니다. 증식의 결과 그 방울의 세포 수가 증가하면 방울을 적절한 배지가 있는 배양 튜브로 옮깁니다. 이것은 필요한 미생물의 순수한 배양물을 산출합니다.

이 방법의 장점은 배양이 단일 세포에서 유래하고 종 내에서 균주를 얻을 수 있다는 것을 합리적으로 확신할 수 있다는 것입니다. 단점은 장비가 고가이고 조작이 매우 번거롭고 숙련된 작업자가 필요하다는 것입니다. 이것이 이 방법이 고도로 전문화된 연구에서 사용하도록 예약된 이유입니다.

2. 농축 배양 방법


일반적으로 혼합 배양에 존재하는 다른 종에 비해 상대적으로 적은 수 또는 성장률이 느린 미생물을 분리하는 데 사용됩니다. 농축 배양 전략은 배지에 특정 영양소를 통합하고 배양의 물리적 조건을 수정하여 특별히 설계된 배양 환경을 제공합니다. 알려진 조성의 배지와 특정 배양 조건은 원하는 미생물의 성장에 유리하지만 다른 유형의 미생물의 성장에는 적합하지 않습니다.

문화의 순수성 증명

순수한 문화를 고립시켰다고 가정할 때, 그것이 순수하다는 것을 어떻게 확립할 수 있습니까? 순수한 배양은 세포가 모두 한 종류인 것, 즉 "유사함"을 나타내는 것입니다. 따라서 배양물의 순도 증명은 배양물에서 미생물의 "유사성"을 입증하는 것으로 구성됩니다. 다음과 같은 특정 기준을 기반으로 합니다.
1.미생물은 현미경으로 보아도 비슷하고 같은 방식으로 염색된다.

2. 도금 시 형성된 모든 콜로니가 유사하게 보입니다.

3. 줄무늬, 찌르기 등이 균일하다.

4. 여러 개의 분리된 콜로니가 동일하게 수행됩니다. 즉, 동일한 당을 발효하는 등의 작업을 수행합니다.

단일 미생물 세포를 얻기 위한 모세관 방법

순수한 문화의 유지 및 보존

일단 미생물이 순수 배양물에서 분리 및 성장되면 순수 배양물을 오염되지 않도록 유지함으로써 미생물의 생존력과 순도를 유지하는 것이 필요하게 됩니다. 일반적으로 실험실에서 순수한 배양물은 미생물의 지속적인 성장과 생존을 허용하기 위해 정기적으로 신선한 배지로 또는 새로운 배지로 옮겨집니다(계대 배양). 이송은 오염을 방지하기 위해 항상 무균 조건을 따릅니다.
반복적인 계대배양은 시간이 많이 걸리기 때문에 많은 수의 순수배양을 장기간 성공적으로 유지하기 어려워진다. 또한 유전적 변화와 오염의 위험이 있습니다. 따라서 빈번한 계대 배양이 필요하지 않은 일부 현대적인 방법으로 대체되고 있습니다. 이러한 방법에는 냉장, 파라핀 방법, 냉동보존 및 동결건조(동결 건조)가 있습니다.

냉각
순수 배양은 냉장고나 냉장실에서 0-4°C에서 성공적으로 저장할 수 있습니다. 이 방법은 미생물의 대사 활동이 크게 느려지지만 멈추지 않기 때문에 단기간(박테리아 2~3주, 진균 3~4개월) 동안 적용됩니다. 따라서 그들의 성장은 천천히 계속되고 영양분이 활용되며 폐기물은 배지에서 방출됩니다. 이것은 결국 얼마 후 미생물의 죽음을 초래합니다.
파라핀법

이것은 박테리아와 곰팡이의 순수한 배양을 유지하는 간단하고 가장 경제적인 방법입니다. 이 방법에서는 멸균 액체 파라핀을 배양물의 경사(경사) 위에 붓고 실온에서 수직으로 보관합니다. 파라핀 층은 혐기성 조건을 보장하고 배지의 탈수를 방지합니다. 이 조건은 미생물이나 순수 배양물이 휴면 상태로 유지되도록 도와주므로 배양물이 몇 년 동안 보존됩니다.

냉동보존
냉동보존(즉, -196°C의 액체 질소에서 동결)은 긴 저장 시간 동안 순수 배양물의 생존을 돕습니다. 이 방법에서 배양된 미생물은 얼음 결정의 형성을 방지하고 세포 생존을 촉진하는 글리세롤과 같은 안정화제의 존재하에 -196°C의 액체 질소에서 급속 동결됩니다.
동결건조 (동결건조)

이 방법은 배양액을 매우 낮은 온도(-70°C)에서 급속 동결한 후 진공 탈수합니다. 이러한 조건에서 미생물 세포는 탈수되고 결과적으로 대사 활동이 중단되고 미생물은 휴면 상태가 되어 수년간 생존을 유지합니다. 순수 배양액을 동결건조 또는 동결건조한 다음 밀봉하여 4°C 냉장고의 암실에 보관합니다. 동결 건조 방법은 배양 센터에서 가장 많이 사용되는 기술입니다.


실험 3: 혼합 인구로부터 순수한 배양물 얻기 - 생물학

이전 연구실에서 언급했듯이 순수 배양은 미생물 연구에 필수적입니다. 박테리아의 순수한 배양물을 얻는 것은 일반적으로 단일 세포가 한천 표면의 고립된 부분을 차지하도록 고체 배지 표면에 박테리아를 퍼뜨림으로써 달성됩니다. 이 단일 셀은 반복적인 곱셈을 거쳐 가시적인 식민지 유사한 세포 또는 클론. 순수 문화를 추출하는 데 일반적으로 사용되는 세 가지 방법이 있습니다.

  1. 스프레드 플레이트 및 원래 배양액을 연속적으로 희석하고 소량의 최종 희석액을 한천 플레이트 표면에 펼칩니다.
  2. 푸어 플레이트 및 원래 배양액을 연속적으로 희석하고 소량의 최종 희석액을 용융된 한천에 첨가하고 한천 플레이트 위에 붓고 경화되도록 합니다. 식민지는 표면 아래로 발전합니다.
  3. Streak plate &ndash 원래 배양액은 루프를 사용하고 접종하는 한천 표면을 가로질러 직접 희석됩니다. 이것은 간단하고 빠른 방법입니다.

이러한 모든 방법은 한천 표면에 걸쳐 많은 박테리아 개체군을 희석하거나 "제거"합니다. 스프레드 플레이트 기술은 실험실 #5에서 분리된 콜로니를 얻기 위해 사용되었습니다. 이 실습에서 우리는 하나 이상의 박테리아 종을 포함하는 혼합 배양으로 접시에 줄무늬를 만드는 방법을 배웁니다. 미생물학자(클리닉, 환경, 산업 등)가 접하는 대부분의 박테리아 샘플은 혼합 배양이기 때문에 이것은 매우 중요한 미생물학적 기술입니다. 이 절차가 올바르게 수행되면 순수한 박테리아 배양의 원천이 될 분리된 콜로니가 많이 자랄 것입니다.

줄무늬 접시 - Triplet Streak. 줄무늬 기술에는 여러 가지 변형이 있지만 이 실습에서는 여기에 설명된 대로 삼중선 줄무늬를 사용합니다. 스트릭 플레이트를 시작하기 전에 다음 페이지에서 기술에 대한 다이어그램과 설명을 확인하십시오.


실험 3: 혼합 집단에서 순수한 배양물 얻기 - 생물학

기사 요약:

혼합물에서 한 종류의 미생물을 분리하여 순수한 배양액을 스크리닝하는 과정을 분리라고 합니다. 한 종류의 미생물만 포함하는 배양을 순수 배양이라고 합니다. 혼합 문화에서 특정 종은 다른 종에 비해 적은 수로 존재합니다.

마이크로 매니퓰레이터로

단일 생존 세포는 혼합 집단에서 단일 콜로니를 선택하기 위해 현미경과 함께 사용되는 미세조작기를 사용하여 무균 순수 배양을 개발하기 위해 배양 배지로 옮길 수 있습니다.

플레이트를 포함하는 영양 한천 슬라이드 또는 배양 배지는 몇 분 동안 대기에 노출됩니다. 배양 후, 배지 표면에 작은 콜로니가 나타나 순수한 배양물을 얻기 위해 무균적으로 신선한 배지로 옮길 수 있습니다. 이러한 기술을 하위 배양이라고 합니다. 고체 배지(한천)에서 액체 배지(브로스)로 이동하는 경우 제거라는 용어가 사용됩니다. 이러한 경우 식민지의 색상, 크기, 모양, 모양, 형태, 일관성 및 선택적 속성이 기록됩니다.

줄무늬 판 기법으로

이 방법에서 접종 바늘이라고 하는 미세 구조 와이어 루프의 끝은 니크롬 와이어가 있는 나무 또는 유리 손잡이로 구성되며 끝이 구부러져 루프를 형성하여 배양액에서 미생물을 옮기는 데 사용됩니다. 직선 와이어는 루프가 없다는 점을 제외하고 와이어 루프와 유사합니다. 이들은 고체 배양 배지에 형성된 콜로니에서 배양물을 옮기는 데 사용됩니다. 이러한 경우, 고체 배지의 콜로니는 멸균 페트리디쉬의 영양 한천 배지 표면에 줄무늬가 있습니다.

동물에 접종함으로써

인공배지에서 질병유발균이 증식할 수 없는 경우 기니피그나 토끼와 같은 감수성 동물에 불순한 배양액을 주입한다. 이 동물들은 질병을 유발하는 유기체가 성장하도록 허용하는 반면 나머지 미생물, 즉 병인 미생물은 혈액이나 영향을 받은 조직에서 순수한 형태로 분리될 수 있습니다.

이 배지는 여러 성장 인자를 추가하여 준비합니다. 이 첨가는 원하는 미생물의 성장과 회복을 향상시킵니다. 그들의 성분으로 인해 차등 배지는 함께 성장하는 유기체를 구별합니다. 따라서 EMB(에오신 메틸렌 블루 복합체)에서 대장균은 에오신메틸렌 블루 복합체의 침전으로 인해 금속 광택을 부여하는 반면 다른 농축 박테리아는 일반적으로 금속 광택을 나타내지 않습니다. MacConkey 한천 배지에서 E.coli 집락은 유당의 발효로 인해 벽돌색을 띠고 있습니다. 반면에 Salmonella typhi는 유당을 발효시키지 않아 이런 모습을 보이지 않는다. 다른 배지는 특별한 구성으로 인해 한 유기체의 성장을 촉진하고 다른 유기체의 성장을 억제하는 것과 같은 선택적 배지입니다. 최소 배지에는 특정 성장 인자가 없습니다. 배지는 영양 요구 사항이 해당 야생형 균주의 요구 사항을 초과하지 않는 미생물의 성장을 지원합니다. 이러한 배지는 영양요구성이 필요할 때 유용합니다.

미생물을 분리하는 다른 방법은 다음과 같습니다. 물리적 환경(특히 온도 및 pH)을 제어함으로써 b. 고희석 미생물 현탁액을 단일 분리주에서 자라는 분리된 미생물 집단을 쉽게 분리할 수 있는 푸어 플레이트(pour plate) 방법으로 배양함으로써. 푸어 플레이트 방법에서는 샘플을 알려진 양의 증류수와 혼합합니다. The suspension is plated (1 ml) on a presterilized petri dish, spread the sample with the help of loop, and then pour the melted agar medium after cooling it, over the sample containing plate. Incubate the petridish in an incubator at optimum temperature. If counting is not possible , then sample dilutions are made.

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STREAK PLATE CULTURE TECHNIQUE FOR THE ISOLATION OF MICROORGANISM / BACTERIA IN PURE CULTURE

A variety of techniques has been developed for the isolation of microorganism, mainly the bacteria, from the specimen or from the cultures and Streak plate technique is among the most widely used technique to obtain discrete & Well developed colonies of microbes.

The Culture techniques are commonly used in the laboratory for various purposes for which they are intended. The indications for the culture of the organism is mainly done –

  • To demonstrate the cultural characteristics of the bacteria (e.g. color, texture, size, elevation etc.).
  • To isolate the bacteria in discrete colonies from the specimen containing more than 1 bacterium.
  • For determining the Sensitivity and/or Resistance of bacterium towards the particular Drug/Antibiotics or Test substances.
  • To obtain the sufficient growth of the bacterium for various biochemical and other tests.
  • To estimate the viable counts of the bacteria in the specimen.
  • To maintain the stock cultures.
  • To transport or short-term storage of the specimen (e.g. stab culture).

Three types of techniques are commonly employed for the isolations of microorganism from the specimen which are as follows:

In this article, we’ll discuss the Streak Plate technique for the isolation of microorganism in the microbiology laboratory.

PRINCIPLE OF STREAK PLATE TECHNIQUE

The Streak Plate technique for the isolation of microorganism is the most practical method of obtaining discrete and well-developed colonies of the microbe in pure cultures.

It was originally developed by the two bacteriologists, Loeffler and Gaffkey in the lab of Robert Koch (Father of Bacteriology).

In Streak plate technique, a sterilized loop or transfer needle is dipped into the mixed culture of the specimen or a suitably diluted suspension of organisms or Broth cultures, which is then streaked on the surface of Sterile Media plates to make parallel, non-overlapping streaks which are then incubated at optimum temperatures for 24-48 hours usually (for bacteria) or for few weeks in case of fungi.

The Aim of this method is to obtain the discrete, well-developed colonies of the microorganism that are pure, i.e. the growth derived from the single bacteria cell/spore.

REQUIREMENTS FOR THE POUR PLATE TECHNIQUE

  • 24 hours old nutrient broth culture of two or more bacteria (Mixed Culture) or Sample/Specimen.
  • Nutrient Agar Medium
  • Six 9 ml Sterile Water Blanks
  • Sterile Petri plates
  • Graduated pipette (1ml or 1000 ml)
  • Bunsen burner or Spirit lamp
  • Marker

PROCEDURE OF SPREAD PLATE TECHNIQUE

Prepare the Nutrient agar medium (NAM) and label the sterile Petri plate with the Patient identification no. & Date.

Now, pour the prepared Nutrient Agar Medium into the Sterile Petri plates under strict aseptic conditions. Allow the Media plates to Solidify.

Usually, the Streak plate method is done by streaking the specimen directly onto the Agar media plates but in some cases when the there is the more dense population of the organism in the specimen is suspected that a serial dilution of the specimen is done and then the diluted specimen is streaked onto the solidified agar media plates.

Follow the dilution step if required otherwise directly follow the Streaking protocol (T streak method or Quadrant method)

Serial Dilutions of the Specimen / Sample

Label the 6 Sterile Water blanks (9ml sterile water in each tube) as number 1 to 6 with the help of Marker. Also, label the Sterile Petri plates as number 1 to 6. Pour the Agar media in the plates and Kept aside to Solidify.

Place the labeled tubes in the test tube rack. Mix well the 24 hours old broth culture to equally distribute the bacterial cells in the tube.

After mixing, Remove the Cotton plug and aseptically transfer the 1 ml of the bacterial suspension from the tube of culture to sterile water blank tube no. 1 using a graduated pipette.

Shake the tube no. 1 to mix well the content to uniformly distribute the bacterial cells. Transfer the 1 ml of this to the water blank tube no. 2 by using the graduated pipette.

메모: Use the separate sterile pipette each time to transfer the contents from one tube to another.

In this way, make serial dilutions till the six water blanks (no. 1 to no. 6).

Inoculating / Streaking the Specimen on Media plates

There are various methods or patterns of streaking have been developed for inoculating the specimen on the media plates for the isolation of microorganisms.

VARIOUS PATTERNS OF STREAKING

But three methods are commonly used in most of the microbiology laboratories for the isolation of microorganism in pure cultures which are as follows –

  • Parallel Streaking method (Quadrant)
  • Zigzag streaking method (Quadrant)
  • T streak Method (Three sectors)

The parallel Streak Quadrant Method & Zigzag Streak Quadrant Method are the Quadrant methods whereas the T- Streak method is the three sector method.

The Parallel Streak Quadrant method is commonly used in the Labs for the Isolation of Microorganism. However, the employment of the streaking methods and pattern of streaking varies from lab to lab.

PATTERN OF STREAKING VARIES – EVERY LABORATORY SETS THEIR OWN SOPs

Parallel Streak Quadrant Method

Hold the Specimen tube or Broth culture tube of mixed culture or the Diluted Specimen tube in the left hand.

Now, sterilize the inoculating loop in the flame of the Bunsen burner or Spirit lamp, holding in the Right hand. Remove the cotton plug of the tube and immediately flame the mouth of the tube.

Insert the Sterilized inoculating loop into the broth culture tube and withdraw one loopful of culture.

Promptly, flame the mouth of the tube, replace the cotton plug and place the tube in the test tube rack.

Now, hold the solidified sterile media plate in your left hand at an angle of 60° and place the inoculum (the loop containing the droplet of the specimen) on the agar surface in area 1 (at the edge farthest from you).

Flame the inoculating loop and cool for 5-10 seconds or promptly by touching to the unused area of solidified agar medium in the media plate. Streak the inoculum from side to side in parallel lines across the surface area 1.

Remove the loop and close the inoculated media plate. Reflame and cool the loop and turn the media plate 90° anti-clockwise and touch the sterilized inoculating loop to a corner of the culture in area 1 and drag it several times across the agar in area 2, hitting the original streak a few times. Remember that the loop should never enter area 1 again.

Remove the loop and close the inoculated media plate. Reflame and cool the loop and turn the media plate 90° anti-clockwise. Now Streak the area 3 in the same manner as area 2, hitting the last area several times.

Reflame and Cool the loop and turn the Media plate to 90°. Touch the loop to the corner of the culture streak in Area 3 and streak the inoculum across the agar.

Finally, the last streak is made in a zigzag manner by touching the corner of the culture streak in area 4 and streaking it in a zigzag manner making a tail in the culture. Remember not to overlap this closing tail with any of the Area of Quadrant.

Replace the Lid of the Inoculated Media plate and sterilize the inoculating loop in the flame of Bunsen burner or spirit lamp.

Incubate all the plates at optimum temperature, usually at 37 °C, in an inverted position for 24-48 hours.

Examine the plates for the appearance of individual colonies growing throughout the quadrants in the agar medium. The colonies outside the quadrant are considered as contamination.

RESULTS OF STREAK PLATE CULTURE TECHNIQUE

Generally, a confluent growth will be observed where the initial streak was made, the growth is less dense away from the streak, and discrete colonies will be there in the last area and tail streak.

If the diluted specimen was used to inoculate the media plates, the colonies in the cultures media plates will shows the lesser and lesser no. of the colonies with the increase in dilution factor that means the highest no. of colonies will develop in Plate no. 1 and least no. of colonies in plate no. 6 which will be distributes more or less sparsely along the streak lines.

PARALLEL STREAKS – QUADRANT STREAK PLATE TECHNIQUE

Select the discrete and well-developed colony and note down the characteristics like Color, Shape, Size, Appearance, Elevation, and Pigmentation etc.

These colonies may be transferred i.e. sub-cultured to the fresh media plates by streaking or other culture techniques to obtain the pure culture of the bacterial cells for further study.

PRECAUTIONS TO BE TAKEN…..

The protocol should be followed under all aseptic conditions preferably in Laminar Air Flow (Safety cabinet) to avoid any contamination.

Accurately measure the quantity while preparing the serial dilutions of the specimen.

Allow the media plates to uniformly solidify. Do not inoculate the specimen on partially solidified media plates.

Avoid pressing the inoculating loop too firmly against the agar surface.

The lid of the Petri plate should not be lifted completely to avoid any external contamination.

Sterilize the inoculating loop properly after streaking in an area of the quadrant to avoid contamination and to get the discrete & well-developed colonies.

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Pour Plate Method

This method involves plating of diluted samples mixed with melted agar medium.

The main principal is to dilute the inoculum in successive tubes containing liquefied agar medium so as to permit a through distribution of bacteria cells with in the medium.

Here, the mixed culture of bacteria lis diluted directlyin the tubes containing melted agar medium maintained in the liquid state at a temepature(means successive dilutions of the inoculum (serially diluting the original specimen) are added into sterile petriplate to which is poured melted and cooled) 42ºC - 45ºC agar medium and thoroughly mixed by rotating the plates which is then allowed to solidify.

The content of each tube are poured into seprate petri plate , allowed to solidify, and then incubate

After incubation, the plates are examined for the presence of individual colonies.

The pure colonies may be isolated and transferred into test tube culture media for making pure cultures.

This technique is employed to estimate the viable bacterial count in a suspension.


Significance of Flaming:


Flaming the loop : Holding the loop in the flame of the Bunsen burner kills all contaminating organisms, thus sterilizing the loop. The loop should glow red-hot for a few seconds. After flaming, make sure to slightly cool the loop before picking up organisms from the inoculum culture (the culture that is to be transferred.) When transferring a culture from a plate, cool the loop by touching on the very edge of agar. When transferring from a broth, the red-hot loop will make a sizzling noise as soon as you insert it into the culture. The loop will automatically cool once it makes contact with the broth culture, but wait a one or two seconds before removing the loopful of inoculum from the tube. (The hot loop may create aerosols when it touches the media containing microorganisms. It will cause some of the broth and bacteria to boil briefly, creating a bacteria-containing aerosol. This airborne bacteria have the chances of entering into the respiratory tract or into the body parts. If you hear a hissing sound when you place the heat sterilized loop into the broth culture indicates that the loop is not cooled sufficiently).


Flaming the Mouth of the Test Tube: Passing the mouth of a tube through the flame of a Bunsen burner creates a convection current which forces air out of the tube. This prevents airborne contaminants from entering the tube. The heat of the Bunsen burner also causes the air around your work area to rise, reducing the chance of airborne microorganisms contaminating your cultures.


Agar Slants: Cultures are often transferred to agar slants, in addition to broth tubes and agar plates. An agar slant is a test tube containing agar, in which the solid agar forms a slant in the test tube. When inoculating an agar slant, draw the loop containing the inoculum very lightly over the surface in a zigzag formation while being careful not to break the surface. A needle can be used instead of a loop to inoculate an agar slant by stabbing the needle containing the inoculum into the agar ( Fig 1).


Trying to study this mixed population is often difficult and in the tradition of the scientific method researchers dissect a system and study each piece in isolation. For microorganisms this means separating the organisms and getting them into pure culture. A pure culture is defined as a growth of microorganisms (a culture) that contains one cell type. It is essential in microbiology to be able to obtain and preserve pure cultures. Over 100 years ago, Robert Koch devised methods to achieve this goal and the methods he developed are essentially still used today. The protocols used to maintain pure cultures are a major part of aseptic technique and are the subject of this chapter.

The goals of aseptic technique are two-fold. The first objective is to obtain pure cultures and secondly to prevent cross-contamination. Microorganisms in culture must not escape into the environment, and microbes in the environment must not get into the cultures we are studying. It is essential that aseptic technique be understood and practiced correctly. Contaminated cultures are worthless for diagnosis or for doing research on, because it is unclear what microbe is performing any action that is being observed.

Aseptic methods commonly used are flame sterilization, tube transfer, streak plates, spread plates and pour plates. Flame sterilization is an easy method to insure sterile transfer of a culture from a source to a growth medium. Tube transfer is useful for moving inocula from one tube to another. Mechanical dilution by making streak plates is the preferred method for obtaining a pure culture of a microorganism. Finally, spread plates and pour plates are common methods for enumerating microorganisms and are sometimes useful for obtaining isolated colonies.


Genetics Proves Indian Population Mixture

Between 4,000 and 2,000 years ago, intermarriage in India was rampant. Figure by Thangaraj Kumarasamy

Scientists from Harvard Medical School and the CSIR-Centre for Cellular and Molecular Biology in Hyderabad, India, provide evidence that modern-day India is the result of recent population mixture among divergent demographic groups.

The findings, published August 8 in the American Journal of Human Genetics, describe how India transformed from a country where mixture between different populations was rampant to one where endogamy—that is, marrying within the local community and a key attribute of the caste system—became the norm.

“Only a few thousand years ago, the Indian population structure was vastly different from today,” said co–senior author David Reich, professor of genetics at Harvard Medical School. “The caste system has been around for a long time, but not forever.”

In 2009, Reich and colleagues published a paper based on an analysis of 25 different Indian population groups. The paper described how all populations in India show evidence of a genetic mixture of two ancestral groups: Ancestral North Indians (ANI), who are related to Central Asians, Middle Easterners, Caucasians, and Europeans and Ancestral South Indians (ASI), who are primarily from the subcontinent.

However, the researchers wanted to glean clearer data as to when in history such admixture occurred. For this, the international research team broadened their study pool from 25 to 73 Indian groups.

The researchers took advantage of the fact that the genomes of Indian people are a mosaic of chromosomal segments of ANI and ASI descent. Originally when the ANI and ASI populations mixed, these segments would have been extremely long, extending the entire lengths of chromosomes. However, after mixture these segments would have broken up at one or two places per chromosome, per generation, recombining the maternal and paternal genetic material that occurs during the production of egg and sperm.

By measuring the lengths of the segments of ANI and ASI ancestry in Indian genomes, the authors were thus able to obtain precise estimates of the age of population mixture, which they infer varied about 1,900 to 4,200 years, depending on the population analyzed.

While the findings show that no groups in India are free of such mixture, the researchers did identify a geographic element. “Groups in the north tend to have more recent dates and southern groups have older dates,” said co-first author Priya Moorjani, a graduate student in Reich’s lab at Harvard Medical School. “This is likely because the northern groups have multiple mixtures.”

“This genetic datatells us a three-part cultural and historical story,” said Reich, who is also an associate member of the Broad Institute. “Prior to about 4000 years ago there was no mixture. After that, widespread mixture affected almost every group in India, even the most isolated tribal groups. And finally, endogamy set in and froze everything in place.”

“The fact that every population in India evolved from randomly mixed populations suggests that social classifications like the caste system are not likely to have existed in the same way before the mixture,” said co–senior author Lalji Singh, currently of Banaras Hindu University, in Varanasi, India, and formerly of the CSIR-Centre for Cellular and Molecular Biology. “Thus, the present-day structure of the caste system came into being only relatively recently in Indian history.”*

But once established, the caste system became genetically effective, the researchers observed. Mixture across groups became very rare.

“An important consequence of these results is that the high incidence of genetic and population-specific diseases that is characteristic of present-day India is likely to have increased only in the last few thousand years when groups in India started following strict endogamous marriage,” said co–first author Kumarasamy Thangaraj, of the CSIR-Centre for Cellular and Molecular Biology, Hyderabad, India.**

Mohan Rao, Director, CSIR-CCMB said, “CCMB's continuing efforts over a decade on this field had helped in understanding the complexity of Indian population history and social structure, such as caste systems.”

This study was funded by the NIH (GM100233) NSF (HOMINID grant 1032255) a UKIERI Major Award (RG-4772) the Network Project (GENESIS: BSC0121) fund from the Council of Scientific and Industrial Research, Government of India a Bhatnagar Fellowship grant from the Council of Scientific and Industrial Research of the Government of India and a J.C. Bose Fellowship from Department of Science and Technology, Government of India.

*, ** Quotes adapted from American Journal of Human Genetics news release.


비디오 보기: Өткізгіштерді тізбектей, параллель және аралас жалғау (팔월 2022).