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프레미엘라 디플로시폰 - 생물학

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F. 디플로시폰 영양소 제한에 대한 "프로테옴 리모델링"과 같은 광범위한 추가 생리 및 생화학적 과정을 연구하는 데 사용됩니다. 더욱이 이러한 생리학적 과정에 대한 이해는 바이오 에너지원의 개발에 기여할 수 있습니다.

유기체가 빠르게 성장하기 때문에 색채 적응에 대한 체계적인 연구를 위한 Fremyella diplosiphon(25), phycoerythrin과 phycocyanin 합성 모두의 극단적인 조절을 보여주고(21), 어둠 속에서 종속영양적으로 자라며(7), 표면에 덩어리지거나 달라붙는 경향이 거의 없음 액체 배양에서 성장하는 동안.


색소 침착 및 발달의 광 조절의 독립성과 상호 의존성 프레미엘라 디플로시폰

많은 광합성 유기체는 색소 침착, 생리학 및 형태의 광 조절을 포함하여 성장 및 발달의 빛 의존적 조절을 나타냅니다. 우리는 최근에 세포 및 필라멘트 형태의 광 조절이 프레미엘라 디플로시폰 광감각 광수용체의 제어 하에 있으며 광합성 색소 축적에 의해 차등적으로 영향을 받습니다. Biliprotein photoreceptor RcaE는 색소 침착과 세포 및 필라멘트 형태의 빛 의존적 조절을 조절합니다. F. 디플로시폰, 주로 CCA(Complementary Chromatic Adaptation)로 알려진 빛 순응 과정의 일부로 녹색 및 빨간색 빛에 반응합니다. CCA의 조절에 대한 우리의 최근 조사는 RcaE에 의한 색소 침착 및 세포 모양의 크게 독립적인 조절을 강조했습니다. 그러나 phycobiliprotein 생합성의 조절에 대한 최근 연구에 따르면 필라멘트 길이는 광합성 색소 수준의 정확한 광조절에 따라 달라질 수 있습니다. 종합하면, 이러한 연구는 F. diplosiphon의 형태 조절 측면이 색소 침착 조절과 무관하지만 형태의 다른 특징은 색소 수준의 정확한 광조절에 달려 있음을 시사합니다.


최근 간행물

Lechno-Yossef S, Rohnke BA, Belza ACO, Melnicki MR, Montgomery BL, Kerfeld CA. &ldquo시아노박테리아 카복시좀에는 고유한 루비스코 활성효소 유사 단백질이 포함되어 있습니다.&rdquo New Phytol. (2019) 9월 13일 doi: 10.1111/nph.16195

오 S, 몽고메리 BL. &ldquo시아노박테리움의 퍼옥시레독신 매개 산화 스트레스 반응 및 세포 건강에서 CpcF 및 CpcG1의 역할 유착낭종 특. PCC 6803.&rdquo 전면 미생물. (2019) 5월 910:1059. 도이: 10.3389/fmicb.2019.01059

오 S, 몽고메리 BL. &ldquo중엽-특이 피토크롬은 엽록소 광수확 복합체(LHC) 및 비광화학적 소광에 영향을 미칩니다.&rdquo 식물 신호 행동. (2019) 4월 301-10일. 도이: 10.1080/15592324.2019.1609857

Dominguez-Martin MA, Polívka T, Sutter M, Ferlez B, Lechno-Yossef S, Montgomery BL, Kerfeld CA. &ldquoHCP2의 구조적 및 분광학적 특성화.&rdquo Biochim Biophys Acta Bioenerg. (2019) 3월 14일 doi: 10.1016/j.bbabio.2019.03.004

Agostoni M, Logan-Jackson AR, Heinz ER, Severin GB, Bruger EL, Waters CM, Montgomery BL. &ldquo두 번째 메신저 Cyclic-di-AMP의 항상성은 남세균 건강과 비생물적 스트레스에 대한 적응에 중요합니다.&rdquo Front Microbiol. (2018) 9:1121. 도이: 10.3389/fmicb.2018.01121

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Bao H, Melnicki MR, Pawlowski EG, Sutter M, Agostoni M, Lechno-Yossef S, Cai F, Montgomery BL, Kerfeld CA. &ldquo시아노박테리아의 광보호 시스템에 있는 오렌지 카로티노이드 단백질의 추가 계열.&rdquo Nat Plants. (2017) 7월 103:17089. doi: 10.1038/nplants.2017.89

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부시 AW, 몽고메리 BL. &ldquo시아노박테리움 프레미엘라 디플로시폰(Fremyella diplosiphon)에서 3개의 트립토판이 풍부한 감각 단백질(TSPO) 유전자의 독특한 빛, 스트레스 및 영양 의존적 조절.&rdquo 식물 신호 행동. (2017) 2월 21:0. 도이: 10.1080/15592324.2017.1293221

Busch AW, WareJoncas Z, Montgomery BL. &ldquo시아노박테리움 프레미엘라 디플로시폰(Cyanobacterium Fremyella diplosiphon)의 트립토판이 풍부한 감각 단백질/전위 단백질(TSPO)은 기능적으로 관련된 광범위한 테트라피롤에 결합합니다.&rdquo 생화학. (2016) 12월 19일 doi: 10.1021/acs.biochem.6b01019

몽고메리 BL. &ldquo시아노박테리아의 색채 순응 동안 광형성의 메커니즘 및 적합성 의미.&rdquo J Exp Bot. (2016) Jul67(14):4079-90. doi:10.1093/jxb/erw206

몽고메리 BL. &ldquo광형 형성 중 시공간 피토크롬 신호 전달: 생리학에서 분자 메커니즘 및 그 뒤로.&rdquo 전면 식물 과학. (2016) 4월 117:480. doi:10.3389/fpls.2016.00480

부시 AW, 몽고메리 BL. &ldquo트립토판이 풍부한 감각 단백질(TSPO)은 시아노박테리움 프레미엘라 디플로시폰(Cyanobacterium Fremyella diplosiphon)의 스트레스 관련 및 빛 의존적 과정에 관여합니다.&rdquo 프론트 마이크로바이올. (2015) 6:1393. doi:10.3389/fmicb.2015.01393

싱 SP, 몽고메리 BL. &ldquoBolA 풍부도의 조절은 Fremyella diplosiphon에서 형태 형성을 매개합니다.&rdquo 프론트 마이크로바이올. (2015) 6:1215. doi:10.3389/fmicb.2015.01215

휘태커 JA, 몽고메리 BL, 마르티네즈 아코스타 VG. &ldquo과소 대표되는 소수 민족 교수진 유지: 다양한 학술 기관의 관점에 기반한 기관 가치 제안을 위한 전략적 이니셔티브.&rdquo J Undergrad Neurosci Educ. (2015) Summer13(3):A136-45.

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Enders TA, Oh S, Yang Z, Montgomery BL, Strader LC. &ldquoArabidopsis abp1-5의 게놈 시퀀싱은 표현형에 영향을 미칠 수 있는 2차 부위 돌연변이를 나타냅니다.&rdquo 식물 세포. (2015) Jul27(7):1820-6. 도이:10.1105/tpc.15.00214

몽고메리 BL. &ldquo시아노박테리아에서 세포 모양 치수의 빛 의존적 거버넌스&rdquo 프론트 마이크로바이올. (2015) 6:514. doi:10.3389/fmicb.2015.00514

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몽고메리 BL. &ldquo빛 감지 및 빛 수확의 규정은 생명공학 플랫폼으로 남조류 사용에 영향을 미칩니다.&rdquo 프론트바이오엔바이오텍. (2014) 2:22. doi:10.3389/fbioe.2014.00022

싱 SP, 몽고메리 BL. &ldquoMorphogenes bolA 및 mreB는 Fremyella diplosiphon에서 상보적인 색채 순응 동안 세포 형태의 광조절을 매개합니다.&rdquo Mol Microbiol. (2014) Jul93(1):167-82. 도이:10.1111/mmi.12649

오 S, 몽고메리 BL. &ldquo향행성 신호 및 광형성 동안 핵 및 색소체 유전자 발현의 뚜렷한 측면에 대한 피토크롬 의존적 조정 제어.&rdquo 전면 식물 과학. (2014) 5:171. doi:10.3389/fpls.2014.00171

Huot B, Yao J, Montgomery BL, He SY. &ldquo식물의 성장-방어 균형: 건강을 최적화하기 위한 균형 조정.&rdquo 몰플랜트. (2014) Aug7(8):1267-87. doi:10.1093/mp/ssu049

Pattanaik B, Busch AW, Hu P, Chen J, Montgomery BL. &ldquo철 제한에 대한 반응은 빛의 질에 영향을 받으며 반음적으로 순응하는 시아노박테리움인 프레미엘라 디플로시폰(Fremyella diplosiphon)의 RcaE에 의해 조절됩니다.&rdquo 미생물학. (2014) May160(5편):992-1005. doi:10.1099/mic.0.075192-0


빛의 강도와 활성 산소 종은 상보적인 색채 적응 동안 광 조절 반응에 중심적으로 관여합니다. 프레미엘라 디플로시폰

빛의 질, 빛의 양 또는 강도와 같은 속성을 포함하는 빛과 빛 의존성, 활성 산소 종(ROS)의 산화 스트레스 관련 축적을 포함한 빛 관련 요인은 담수 시아노박테리움의 세포 형태 형성의 광조절에 관여합니다. 프레미엘라 디플로시폰. 조명 품질의 ​​차이가 세포의 형태와 필라멘트 길이에 영향을 줄 수 있다는 사실은 오래 전부터 알려져 왔습니다. F. 디플로시폰, 우리의 최근 연구 결과는 ROS 수준의 빛 강도와 빛 관련 조절이 형태 변화와도 상관 관계가 있음을 나타냅니다. 적색광(RL)은 ROS의 축적을 유도하고 광도의 증가와 마찬가지로 둘 다 구형 세포 모양으로의 이동과 관련이 있습니다. 세포가 높은 RL 강도에서 낮은 강도로 이동할 때 착색, 세포 ROS 수준 및 형태에 대한 증가된 광 강도의 영향이 가역적이므로, 우리의 누적 결과는 세포 형태에 대한 광 강도 매개 ROS 수준의 증가의 인과적 영향을 시사합니다.


결과

F. diplosiphon에서 DPOR, chlLN 및 chlB를 암호화하는 유전자의 확인.

우리는 이전에 식별 F. 디플로시폰 chlL CCA에 반응하여 조절되는 유전자를 확인하기 위해 설계된 마이크로어레이 연구의 일부로서 유전자(Stowe-Evans et al. 2004, GenBank 수탁 번호 AY548448.1). 그 연구에서 우리는 다음을 관찰했습니다. CHL 전사체는 RL에서 성장한 세포보다 GL에서 성장한 세포에서 2.2배 더 풍부합니다(Stowe-Evans et al. 2004). 예측 F. 디플로시폰 ChlL 단백질은 예측된 것과 93%의 아미노산 동일성을 가지고 있습니다. 아나바에나 PCC 7120 ChlL 단백질 및 91% 아미노산 동일성 엘. 보랴나 상동체(그림 2A). 둘 다 아나바에나 PCC 7120 및 엘. 보랴나, 처럼 F. 디플로시폰, 민물, 사상 시아노박테리아이지만 둘 다 CCA 규제 대상이 아닙니다. 우리는 비교를 위해 이 두 시아노박테리아를 사용했습니다. F. 디플로시폰 두 가지 이유로 현재 연구에서: (i) 아나바에나 PCC 7120은 시아노박테리아 광합성의 모델 유기체로 사용되었으며 (ii) DPOR 및 LPOR의 생화학은 다음을 통해 자세히 연구되었습니다. 엘. 보랴나. 우리의 현재 남부 분석 F. 디플로시폰 chlL 상동체는 이 유전자가 F. 디플로시폰 게놈(그림 2B).

F. 디플로시폰 단일 포함 CHL 유전자. (A) ChlL의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. 서열은 91% 동일성을 나타낸다. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. CHL 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA dIII(레인 2), cII(레인 3) 및 사우3A(레인 4) 레인 1: Roche DIG-표지된 DNA 분자량 마커 III.

F. 디플로시폰 단일 포함 CHL 유전자. (A) ChlL의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. 서열은 91% 동일성을 나타낸다. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. CHL 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA dIII(레인 2), cII(레인 3) 및 사우3A(레인 4) 레인 1: Roche DIG-표지된 DNA 분자량 마커 III.

NS F. 디플로시폰 포함하는 게놈 DNA 삽입물 CHL 우리의 마이크로어레이 연구에서 확인된 플라스미드 내에서 시퀀싱되었으며, 또한 약 300bp의 추정되는 채널 유전자 다운스트림 CHL 오픈 리딩 프레임(ORF). 이 300bp 시퀀스는 F. 디플로시폰 chlN 부분적으로 주석이 달린 데이터베이스의 유전자 F. 디플로시폰 게놈 서열(D. Kehoe 미공개 데이터). 함유된 플라스미드의 분석에서 예상한 바와 같이 CHL, 전체 길이 F. 디플로시폰 chlN 유전자는 하류에서 확인되었다 CHL (그림 1B). 예측 F. 디플로시폰 ChlN 단백질은 예측된 것과 95% 동일합니다. 아나바에나 PCC 7120 단백질과 86% 동일 엘. 보랴나 단백질(그림 3A). 에서 증폭된 PCR 산물을 이용한 서던 분석 채널 프로브로서의 유전자는 채널 유전자는 단일 사본에 존재합니다. F. 디플로시폰 게놈(도 3B).

F. 디플로시폰 단일 포함 채널 유전자. (A) ChlN의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. 에서 ChlN F. 디플로시폰 와 93% 동일합니다. 아나바에나 PCC7120 및 86% 동일 엘. 보랴나. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. 채널 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. 레인 1 및 5: 각각 Roche Dig 표지된 DNA 사다리 III 및 VII. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA cII(레인 2), NCI나(3차선)와 Xmn나(4차선). 블롯은 의 처음 300개 뉴클레오티드에 해당하는 프로브와 혼성화되었습니다. 채널 유전자 F. 디플로시폰.

F. 디플로시폰 단일 포함 채널 유전자. (A) ChlN의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. 에서 ChlN F. 디플로시폰 와 93% 동일합니다. 아나바에나 PCC7120 및 86% 동일 엘. 보랴나. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. 채널 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. 레인 1 및 5: 각각 Roche Dig 표지된 DNA 사다리 III 및 VII. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA cII(레인 2), NCI나(3차선)와 Xmn나(4차선). 블롯은 의 처음 300개 뉴클레오티드에 해당하는 프로브와 혼성화되었습니다. 채널 유전자 F. 디플로시폰.

사이에 위치 CHL 그리고 채널 에서 F. 디플로시폰 게놈은 Stowe-Evans et al. (2004). NS CHL-ORF-채널 이 오페론의 구조는 다음을 포함한 많은 담수, 사상 시아노박테리아에서 보존됩니다. 아나바에나 PCC 7120(all5077) 및 엘. 보랴나 (ORF133, GenBank 수탁 번호 Q00247.1). 흥미롭게도 세 종의 해당 중심 ORF는 서로 비슷합니다. 그러나 유사성은 훨씬 더 큽니다. F. 디플로시폰 그리고 아나바에나 PCC 7120(62% 동일성)보다 F. 디플로시폰 그리고 엘. 보랴나 (34%). ORF133은 다른 종의 해당 예측 단백질보다 약 100개 아미노산이 더 짧은 것으로 예측됩니다. 대부분의 차이는 C-터미널 끝이 잘려서 발생합니다. 엘. 보랴나 단백질에는 30개의 아미노산이 추가로 내부에 확장되어 있지만 F. 디플로시폰 에 없는 단백질 엘. 보랴나 단백질(데이터는 표시되지 않음). 현재 이 단백질에 대해 알려진 기능이 없으며 알려진 보존 도메인이 없습니다.

여러 시아노박테리아 ChlB 단백질의 예측된 서열에서 고도로 보존된 아미노산을 기반으로 하는 축퇴 PCR 프라이머를 사용하여 추정되는 5' 영역의 서열을 포함하는 350 bp DNA 단편을 증폭했습니다. chB 유전자 F. 디플로시폰 게놈 DNA. 350 bp PCR 산물은 염기서열을 분석하고 비축퇴성 프라이머를 생성하는 데 사용하여 chB 유전자 F. 디플로시폰 게놈. 결과 300 bp 시퀀스를 검색하는 데 사용되었습니다. F. 디플로시폰 chlB 부분적으로 주석이 달린 데이터베이스의 상동체 F. 디플로시폰 게놈 서열(D. Kehoe 미공개 데이터). 게놈 서열의 분석은 하나의 예측된 ORF의 개념적 번역 산물이 다른 시아노박테리아의 ChlB 단백질과 매우 상동성임을 확인시켜 주었다. NS F. 디플로시폰 ChlB 예측 단백질은 예측 단백질과 91% 동일합니다. 아나바에나 PCC 7120 단백질 및 ChlB 단백질과 83% 동일 엘. 보랴나 (그림 1, 4A). full-length를 포함하는 PCR 산물을 이용한 서던 분석 chB 프로브로서의 유전자는 다음을 나타냅니다. chB 단일 카피 유전자로 발견된다. F. 디플로시폰 게놈(도 4B). 다른 많은 사상체 시아노박테리아와 마찬가지로, chB NS F. 디플로시폰 에 인접하지 않습니다. CHL 그리고 채널 (Fujita et al. 1991, Fujita et al. 1992, Fujita et al. 1993, Fujita et al. 1996). 현재까지 DPOR의 서브유닛을 암호화하는 유전자의 단일 사본만이 시퀀싱된 시아노박테리아 게놈에서 확인되었습니다(Raymond et al. 2002, Cyanobase 데이터베이스).

F. 디플로시폰 단일 포함 chB 유전자. (A) ChlN의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. 에서 ChlB F. 디플로시폰 와 93% 동일합니다. 아나바에나 PCC7120 와 86% 동일 L. 보리야나. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. chB 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA Xmn나(2차선), cII(레인 3) 및 NCI나(4차선). 레인 1 및 5: 각각 Roche Dig 표지된 DNA 사다리 III 및 VII.

F. 디플로시폰 단일 포함 chB 유전자. (A) ChlN의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. 에서 ChlB F. 디플로시폰 와 93% 동일합니다. 아나바에나 PCC7120 와 86% 동일 L. 보리야나. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. chB 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA Xmn나(2차선), cII(레인 3) 및 NCI나(4차선). 레인 1 및 5: 각각 Roche Dig 표지된 DNA 사다리 III 및 VII.

ChlL과 chlN의 동시 전사

우리의 게놈 배열 분석 CHL 그리고 채널 ~에 F. 디플로시폰 이 유전자가 동일한 오페론 내에 있으며 동시 전사된다는 것을 암시합니다. 에 F. 디플로시폰 chlL 그리고 채널 기능이 알려지지 않은 단일 ORF에 의해 분리되어 있습니다(그림 1B). 이 배열은 다른 사상 시아노박테리아 종의 배열과 유사합니다. 특히 엘. 보랴나 (Fujita et al. 1991). Fujita et al. (1991)은 이전에 다음을 보여주었습니다. CHL 그리고 채널 오페론에 있고 엘. 보랴나. 이 세 가지 ORF가 다음에서 오페론을 형성하는 것이 가능합니다. F. 디플로시폰 그리고 단위로 표기됩니다. RNA blot 분석 CHL 프로브가 세 개의 유전자를 모두 포함하는 약 4.4, 2.4 및 1.4kb의 세 밴드를 밝혀냈을 때 CHL 및 3109A9B, 그리고 CHL, 각각(데이터는 표시되지 않음). 그러나 언제 채널 노던 블롯 분석에서 프로브로 사용된 경우 약 4.4kb의 단일 밴드가 나타났습니다(데이터는 표시되지 않음). 역전사-PCR(RT-PCR)을 사용하여 CHL 그리고 채널 유전자는 에서 동시 전사된다. F. 디플로시폰. 내부 프라이머를 사용하여 CHL 그리고 또 다른 내부 채널 우리는 RL 및 GL 성장 세포와 게놈 DNA에서 DNase 처리된 전체 RNA에서 생성된 cDNA에서 예상되는 2,000bp의 PCR 산물을 증폭할 수 있습니다(그림 5, 레인 1, 2 및 5). 대조적으로, cDNA를 만드는 데 사용된 DNase 처리된 total RNA를 사전 역전사 없이 PCR을 위한 주형으로 직접 사용한 경우 산물이 증폭되지 않았습니다(그림 5, 레인 3 및 4). 이 분석은 CHL, ORF A9B 및 채널 에 함께 기록되어 있습니다. F. 디플로시폰. 우리는 이것을 CHLN 성적 증명서.

FdchL 그리고 FdchN 함께 옮겨 적었습니다. (A) 내에 위치한 프라이머를 사용한 RT-PCR 분석 CHL 그리고 채널 유전자가 함께 전사되었음을 나타냅니다. Lane 1, GL cDNA Lane 2, RL cDNA Lane 3, DNase 처리 GL RNA Lane 4, DNase 처리 RL RNA Lane 5, F. 디플로시폰 DNA. MW, 분자량 마커. (B) 배치 CHL 그리고 채널 유전자 F. 디플로시폰. ORF A9B는 Stowe-Evans 등의 규칙에 따라 명명되었습니다. (2004). 화살표는 RT-PCR의 프라이머 위치를 나타냅니다.

FdchL 그리고 FdchN 함께 기록됩니다. (A) 내에 위치한 프라이머를 사용한 RT-PCR 분석 CHL 그리고 채널 유전자가 함께 전사되었음을 나타냅니다. 레인 1, GL cDNA 레인 2, RL cDNA 레인 3, DNase 처리 GL RNA 레인 4, DNase 처리 RL RNA 레인 5, F. 디플로시폰 DNA. MW, 분자량 마커. (B) 배치 CHL 그리고 채널 유전자 F. 디플로시폰. ORF A9B는 Stowe-Evans 등의 규칙에 따라 명명되었습니다. (2004). 화살표는 RT-PCR의 프라이머 위치를 나타냅니다.

F. diplosiphon에서 LPOR, por를 코딩하는 유전자의 확인

식별하기 위해 유전자 F. 디플로시폰, 전체 길이 유전자는 에서 PCR 증폭되었습니다 아나바에나 PCC 7120 게놈 DNA 및 이 990 bp 서열을 사용하여 a F. 디플로시폰 게놈 DNA 플라스미드 라이브러리. 게놈 라이브러리를 스크리닝하여 여러 후보 플라스미드를 식별하고 각 플라스미드를 서던 블롯을 통해 스크리닝했습니다. 하나의 양성 플라스미드가 완전히 시퀀싱되었고 적어도 300개 뉴클레오티드의 모든 추정 ORF가 확인되었습니다. 962개 뉴클레오티드 중 하나의 ORF의 개념적 번역 산물은 알려진 LPOR 서열과 상당한 유사성을 갖는 것으로 밝혀졌으며 추정되는 것으로 확인되었습니다. F. 디플로시폰 포 유전자. 예측 F. 디플로시폰 LPOR 단백질은 예측된 것과 87% 동일합니다. 아나바에나 PCC 7120 단백질과 69% 동일 엘. 보랴나 단백질(도 6A). 프레미엘라 디플로시폰 포 유전자 서열은 게놈 DNA로부터 PCR 증폭되었고, 950 bp PCR 생성물은 서던 블롯 분석을 위한 프로브를 생성하는데 사용되었다. 단일 1kb NCII 단편은 프로브에 혼성화되어 단일 사본이 있음을 나타냅니다. 유전자 F. 디플로시폰 게놈(도 6B). 많은 식물 종에는 여러 사본이 있지만 , 현재까지 검색된 모든 시아노박테리아 게놈 F. 디플로시폰 게놈, 단 하나의 사본만 포함 유전자(Kaneko et al., 1996, Masuda 및 Takamiya 2004, Cyanobase 데이터베이스).

F. 디플로시폰 단일 포함 유전자. (A) POR의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA cII(레인 2), NCI나(3차선)와 Xmn나(4차선). 레인 1 및 5: 각각 Roche Dig 표지된 DNA 사다리 III 및 VII.

F. 디플로시폰 단일 포함 유전자. (A) POR의 단백질 서열 정렬 F. 디플로시폰, 아나바에나 PCC7120 그리고 엘. 보랴나. (B) 서던 블롯 분석은 다음을 나타냅니다. 의 단일 유전자이다. F. 디플로시폰. F. 디플로시폰 으로 소화된 게놈 DNA cII(레인 2), NCI나(3차선)와 Xmn나(4차선). 레인 1 및 5: 각각 Roche Dig 표지된 DNA 사다리 III 및 VII.

프로토클로로필리드 환원효소 유전자의 색채 조절

RT-PCR은 반정량적 절차이며 CHLN GL-성장 세포의 RT-PCR 산물(그림 5, 레인 1)은 RL-성장 세포의 산물(그림 5, 레인 2)보다 더 풍부하여 CHLN 전사체는 RL에서 성장한 세포보다 GL에서 성장한 세포에서 더 풍부합니다. 이 관찰은 우리의 이전 관찰과 일치합니다. CHL RL보다 GL에서 2.2배 더 풍부합니다(Stowe-Evans et al. 2004). 빛의 파장이 DPOR 소단위를 인코딩하는 유전자의 전사체 축적에 영향을 미칠 가능성과 이 조절이 세포가 LPOR 활성의 손실을 보상하기 위해 활성 DPOR의 양을 증가시킬 수 있다는 가능성을 더 조사하기 위해 우리는 정량적 노던 블롯 분석을 수행했습니다. NS CHLN 그리고 chB GL 및 RL에서 성장한 야생형 세포에서의 전사체 축적. 분석된 각 DPOR 전사체에 대해 GL에서 성장한 야생형 세포의 전사체 양은 100% 축적의 표준으로 설정됩니다. 의 성적표 CHLN RL에서 성장한 세포보다 GL에서 성장한 세포에서 약 2배(각각 100% 대 60%)(0.002 > NS > 0.001)) (도 7A, B). 풍부한 chB GL의 전사체는 RL에서 보이는 것보다 약간 두 배 이상 많습니다(GL에서 100% 대 RL에서 42%)(0.05 > NS > 0.02)(도 7A, C). 따라서 3개의 DPOR 서브유닛을 인코딩하는 전사체는 RL에서 성장한 세포보다 LPOR 활성이 제한되는 바로 그 세포인 GL에서 성장한 세포에서 더 풍부한 것으로 보입니다.

protochlorophyllide oxidoreductase 유전자의 적색 및 녹색 빛 조절 전사체 축적 패턴 F. 디플로시폰. (A) B-D에 제시된 데이터의 북부 분석의 대표적인 이미지. (B-D) 야생형(WT)에서 프로토클로로필리드 환원효소 유전자 발현에 대한 3-5회 실험의 평균 상대 발현 값, rcaE 널 돌연변이(BK14) 및 rcaE/cpeR RL 및 GL(15 μmol m -2 s -1 )에서 성장한 이중 돌연변이체(TQ1). (NS) CHLN, N = 5. (다) chB, N = 4. (라) , N = 4. 평균을 계산하기 전에 리보솜 값을 사용하여 측정을 표준화했습니다. NS- 값은 표준 오류가 표시되는 텍스트에 제공됩니다. 별표는 통계적 차이를 나타냅니다. 0.05 > NS WT GL-성장 세포(B 및 C) 또는 WT RL-성장 세포(D)와 비교할 때 > 0.01.

protochlorophyllide oxidoreductase 유전자의 적색 및 녹색 빛 조절 전사체 축적 패턴 F. 디플로시폰. (A) B-D에 제시된 데이터의 북부 분석의 대표적인 이미지. (B-D) 야생형(WT)에서 프로토클로로필리드 환원효소 유전자 발현에 대한 3-5회 실험의 평균 상대 발현 값, rcaE 널 돌연변이(BK14) 및 rcaE/cpeR RL 및 GL(15 μmol m -2 s -1 )에서 성장한 이중 돌연변이체(TQ1). (NS) CHLN, N = 5. (다) chB, N = 4. (D) , N = 4. 측정은 평균을 계산하기 전에 리보솜 값을 사용하여 표준화되었습니다. NS- 값은 표준 오류가 표시되는 텍스트에 제공됩니다. 별표는 통계적 차이를 나타냅니다. 0.05 > NS WT GL-성장 세포(B 및 C) 또는 WT RL-성장 세포(D)와 비교할 때 > 0.01.

우리는 또한 통계적으로 유의한 감소를 관찰했습니다. GL에서 성장한 세포 대 RL에서 성장한 세포에서의 전사체 축적. GL에서 성장한 야생형 세포에서 의 전사체 축적 RL(0.05 > NS > 0.02)(도 7A, C). 이 관찰은 유전자 활성은 GL 성장 세포보다 RL 성장 세포에서 약간 더 높습니다. 따라서, 야생형 세포는 DPOR 전사체의 양을 2배 이상 증가시키는 것으로 보이지만, GL에서 세포는 DPOR 전사체의 양을 감소시킵니다. 전사체는 LPOR 단백질 제품이 아마도 비활성인 것으로 추정되는 GL에서 약간, 가능하게는 10%만큼 적습니다.

CCA 조절 돌연변이는 DPOR 및 LPOR 전사체 축적에 영향을 미칩니다

CCA의 알려진 조절자가 DPOR 및 LPOR 성적표에 영향을 미치는지 확인하기 위해 분석했습니다. CHLN, chB 그리고 정량적 노던 블롯을 사용하여 CCA ​​조절 성분을 인코딩하는 유전자에 돌연변이가 있는 세포의 전사체 축적. 에 F. 디플로시폰, RcaE 및 CpeR은 PE 및 관련 단백질을 암호화하는 유전자를 포함하여 여러 GL 유도 유전자의 전사체 풍부함을 조절하는 데 뚜렷한 역할을 하는 두 개의 CCA 조절 단백질입니다. 돌연변이 BK14는 기능적 RcaE가 결여되어 있고(Terauchi et al. 2004), TQ1은 기능적 RcaE와 CpeR이 결여된 이중 돌연변이체입니다(Seib and Kehoe 2002). 수준 CHLN RL- 및 GL-성장 BK14 및 TQ1 돌연변이 세포의 전사체는 둘 다 GL-성장 야생형 세포에서 관찰된 수준의 대략 51-55%이다(0.05 > NS > 0.02)(도 7B). 의 표현 사이에는 통계적 차이가 없다. CHLN GL의 BK14 및 TQ1(NS > 0.5) 또는 RL(NS > 0.5). 이러한 관찰은 기능적 RcaE의 부재가 증가된 축적을 방지한다는 것을 시사합니다. CHLN 그러나 CpeR 기능의 추가 손실은 어느 빛 조건에서도 이 오페론의 발현에 영향을 미치지 않습니다. 그에 비해 축적된 chB GL에서 성장한 BK14 돌연변이 세포의 전사체는 GL에서 성장한 야생형 세포에서 관찰된 것의 약 97%인 반면, chB GL-성장 TQ1 돌연변이 세포의 전사체는 GL에서 성장한 야생형 세포에서 관찰된 것의 65%로 감소된다(도 7C). 그러나 이러한 감소는 통계적으로 유의하지 않으므로 돌연변이체의 광합성 효율의 변화로 인한 전사체 풍부도의 변경을 나타낼 수 있으며 chB 와는 다른 방식으로 규제된다. CHLN.

수준 CCA를 받은 세포의 전사체도 돌연변이에 의해 변경되었습니다. rcaE 그리고 cpeR. 두 돌연변이 모두에서 GL 성장 세포의 전사체 수준은 야생형 수준과 비교적 유사하게 유지됩니다. 그러나 RL에서 성장했을 때의 수준은 전사체는 모두 RL에서 성장할 때 야생형 세포에서 보이는 수준과 비교하여 BK14 및 TQ1 돌연변이 세포 둘 다에서 증가했습니다. 의 수준으로 100%의 표준으로 설정된 RL-성장 야생형 세포의 전사체, 전사체는 Bk14 세포에서 124%, TQ1 세포에서 155%(0.02 > NS > 0.01). BK14의 증가는 크지만 통계적으로 유의하지는 않습니다. 그러나 야생형과 비교하여 TQ1에서 보이는 차이는 통계적으로 유의합니다.

어둠 속에서 프로토클로로필리드 유전자의 발현

이전 연구에서는 프로토클로로필리드 유전자의 전사 수준이 빛의 강도와 어둠 속에서의 성장 변화에 약간의 반응성을 보인다고 결정했습니다. 예를 들어, 클라미도모나스, 에 대한 성적표 수준 CHLN 그리고 chB 어두운 곳에서 성장한 세포에 비해 빛에서 성장한 세포에서 2~4배 더 높습니다(Cahoon and Timko 2003). 대조적으로, 우리의 초기 실험은 F. 디플로시폰 세포가 GL에 순응한 다음 암실에서 밤새 배양한 세포가 CHLN 성적표(데이터는 표시되지 않음). 더 자세한 동역학 분석은 30분에 전사 수준이 잠시 증가한 후 CHLN 가파르게 떨어지고 어둠 속에서 4시간 이내에 CHLN 전사 수준은 GL 성장 세포의 20% 미만입니다(0.005 > NS > 0.002)(도 8A, B). 약간 다른 패턴이 보였다 chB 그리고 성적표 축적. 어두운 곳에서 30분 이내 chB 전사체 풍부도는 GL 성장 세포의 약 70%로 떨어지고 4시간에 GL 성장 세포의 약 40%로 떨어지기 전에 그 수준에서 유지됩니다(0.02 > NS > 0.01)(도 8A, C). NS 그러나 전사체는 암 배양 1시간까지 GL 수준의 약 20%로 빠르게 떨어지고 배양 2시간에서 발현에 약간의 변동이 있지만 암실에서 4시간 동안 발현 수준은 여전히 ​​GL 수준의 20%입니다( 0.005 > NS > 0.002)(도 8A, D). 두 가지 중요한 질문을 해결하기 위해 향후 연구가 필요합니다. (i) CHL 그리고 chB 유전자 발현 전사 또는 전사 후 및 (ii) 전사 축적 패턴이 단백질 축적 및 활성 수준과 양의 상관관계가 있습니까?

protochlorophyllide oxidoreductase 유전자의 빛 조절 전사체 축적 패턴 F. 디플로시폰. GL 조명 세포를 0.5, 1, 2 또는 4시간 동안 암흑 상태로 옮긴 후 프로토클로로필리드 환원효소 유전자의 전사체 수준의 변화. (A) B에 제시된 데이터의 노던 블롯 분석의 대표적인 이미지. (B) 배양물을 어둠으로 옮긴 후 프로토클로로필리드 환원효소 유전자 발현의 세 가지 실험에서 얻은 평균 상대 발현 값. 평균을 계산하기 전에 리보솜 값을 사용하여 측정을 표준화했습니다. NS- 값은 표준 오류가 표시되는 텍스트에 제공됩니다. N = 4 별표는 통계적 차이를 나타냅니다. 0.05 > NS > 0.01 when compared with GL-grown cells at time = 0.

Light-regulated transcript accumulation patterns of protochlorophyllide oxidoreductase genes in F. diplosiphon. Changes in the transcript levels of protochlorophyllide reductase genes after GL-illuminated cells were transferred to darkness for 0.5, 1, 2 or 4 h. (A) Representative images from Northern blot analysis of the data presented in B. (B) Mean relative expression values from three experiments of protochlorophyllide reductase gene expression after transfer of the culture to the dark. Measurements were standardized by using ribosomal values prior to calculation of the means. NS-values are given in the text standard errors are shown. N = 4 an asterisk indicates a statistical difference 0.05 > NS > 0.01 when compared with GL-grown cells at time = 0.


The Montgomery Lab pursues a common research theme of understanding how individuals perceive, respond to, and are impacted by the environments in which they exist. Primary research efforts of the group are focused on the responses of photosynthetic organisms to external light cues. Additionally, Montgomery pursues this theme in the context of effective mentoring in research environments.

Photosynthetic organisms possess the ability to finely tune their growth and developmental responses to changes in their ambient environment. The perception of light and the photomorphogenetic changes that occur in response to light signals are among the most important adaptive responses of any organism that uses light for carbon fixation. Our long-term research interest is to understand dynamic molecular processes utilized by photosynthetic organisms for adapting to changes in their photoenvironment. Biliproteins are light-absorbing pigments involved in both photosynthesis and the regulation of photomorphogenesis in cyanobacteria, algae, and plants. In higher plants, the biliprotein phytochromes control many aspects of growth and development, from seed germination through senescence. Functional phytochrome photoreceptors depend upon the convergence of two pathways: apoproteins are encoded by nuclear-localized genes, whereas the light-absorbing chromophore is synthesized in plastids (Figure 1).

Figure 1. Model of phytochrome biosynthesis. Apophytochromes are encoded by a small, nuclear gene family (PHYA-PHYE). The phytochrome chromophore, phytochromobilin (P&PhiB), is synthesized in plant plastids. Holophytochrome is formed in the cytosol by the binding and subsequent covalent attachment of P&PhiB to apophytochrome. The impact of plastidic and cytosolic biliverdin reductase (BVR) expression on linear tetrapyrroles biliverdin IX&alpha (BVIX&alpha) and P&PhiB is shown. BR, bilirubin P&PhiR, phytochromorubin.

Although a great deal has been discovered about the roles of individual phytochrome family members and the intracellular signaling mechanisms of phytochromes, our understanding of the distributions and mechanisms of spatially localized pools of phytochrome, which define the sites of phytochrome photoperception and regulate organ-specific light responses within plants, is limited. The Montgomery lab is conducting molecular studies to broaden our understanding of organ-specific phytochrome responses in plants. It has been demonstrated previously that constitutive expression of the gene encoding the mammalian enzyme biliverdin IX-alpha reductase (BVR) in transgenic Arabidopsis and tobacco plants alters light-dependent growth and development by metabolically inactivating the precursors of the phytochrome chromophore (Figure 1 Montgomery et al., 1999 2001). We have adapted transgenic BVR expression as a molecular tool for probing localized phytochrome responses. Recent studies have demonstrated that localized BVR expression affects distinct aspects of light-mediated plant growth and development, including leaf-specific and hypocotyl/stem-specific responses (Warnasooriya and Montgomery, 2009 Oh et al., 2013). Additionally, we are investigating the role of mesophyll-specific phytochromes in coordinating anterograde signaling between the nucleus and chloroplasts, which is essential for establishing photosynthetically competent plastids (Oh and Montgomery, 2013, 2014).

Figure 2. Cells of the cyanobacterium Fremyella diplosiphon appear brick red in color under green light growth conditions (left) owing to the accumulation of GL-absorbing proteins. Under red light growth conditions (right), cells appear blue-green as a result of accumulation of pigments that maximally absorb RL. This response is controlled by a phytochrome-like biliprotein photoreceptor RcaE.

내용물

Phytochromes consist of a protein, covalently linked to a light-sensing bilin chromophore. [5] The protein part comprises two identical chains (A and B). Each chain has a PAS domain, GAF domain and PHY domain. Domain arrangements in plant, bacterial and fungal phytochromes are comparable, insofar as the three N-terminal domains are always PAS, GAF and PHY domains. However C-terminal domains are more divergent. The PAS domain serves as a signal sensor and the GAF domain is responsible for binding to cGMP and also senses light signals. Together, these subunits form the phytochrome region, which regulates physiological changes in plants to changes in red and far red light conditions. In plants, red light changes phytochrome to its biologically active form, while far red light changes the protein to its biologically inactive form.

Phytochromes are characterized by a red/far-red photochromicity. Photochromic pigments change their "color" (spectral absorbance properties) upon light absorption. In the case of phytochrome the ground state is PNS, NS NS indicating that it absorbs red light particularly strongly. The absorbance maximum is a sharp peak 650–670 nm, so concentrated phytochrome solutions look turquoise-blue to the human eye. But once a red photon has been absorbed, the pigment undergoes a rapid conformational change to form the P정말로 상태. Here 정말로 indicates that now not red but far-red (also called "near infra-red" 705–740 nm) is preferentially absorbed. This shift in absorbance is apparent to the human eye as a slightly more greenish color. P 때정말로 absorbs far-red light it is converted back to PNS. Hence, red light makes P정말로, far-red light makes PNS. In plants at least P정말로 is the physiologically active or "signalling" state.

Phytochromes' effect on Phototropism

Phytochromes also have the ability to sense light, and cause the plant to grow towards the light this is called phototropism. [8] Janoudi and his fellow coworkers wanted to see what phytochrome was responsible for causing phototropism to occur. So they performed a series of experiments to figure this out that had to start at the beginning. They found that blue light causes the plant Arabidopsis thaliana to exhibit a phototropic response, this curvature is heightened with the addition of red light. [8] They found that five phytochromes are present in the plant, they also found a variety of mutants in which the phytochromes do not function properly. [8] Two of these mutant were very important for this study they are phyA-101 and phyB-1. [8] These are the mutants of phytochrome A and B respectively. The normally functional phytochrome A causes a sensitivity to far red light, and it causes a regulation in the expression of curvature toward the light. [8] Whereas phytochrome B is more sensitive to the red light. [8]

The experiment consisted in the wild-type form of Arabidopsis, phyA-101(phytochrome A (phyA) null mutant), phyB-1 (phytochrome B deficient mutant). [8] They were then exposed to white light as a control blue and red light at different fluences of light, the curvature was measured. [8] It was determined that in order to achieve a phenotype of that of the wild-type phyA-101 must be exposed to four orders of higher magnitude or about 100umol m −2 fluence. [8] However, the fluence that causes phyB-1 to exhibit the same curvature as the wild-type is identical to that of the wild-type. [8] The phytochrome that expressed more than normal amounts of phytochrome A it was found that as the fluence increased the curvature also increased up to 10umol-m −2 the curvature was similar to the wild-type. [8] The phytochrome expressing more than normal amounts of phytochrome B exhibited curvatures similar to that of the wild type at different fluences of red light up until the fluence of 100umol-m −2 at fluences higher than this curvature was much higher than the wild-type. [8]

Thus, the experiment resulted in the finding that another phytochrome than just phytochrome A acts in influencing the curvature since the mutant is not that far off from the wild-type, and phyA is not expressed at all. [8] Thus leading to the conclusion that two phases must be responsible for phototropism. They determined that the response occurs at low fluences, and at high fluences. [8] This is because for phyA-101 the threshold for curvature occurred at higher fluences, but curvature also occurs at low fluence values. [8] Since the threshold of the mutant occurs at high fluence values it has been determined that phytochrome A is not responsible for curvature at high fluence values. [8] Since the mutant for phytochrome B exhibited a response similar to that of the wild-type, it had been concluded that phytochrome B is not needed for low or high fluence exposure enhancement. [8] It was predicted that the mutants that over expressed phytochrome A and B would be more sensitive. However, it is shown that an over expression of phy A does not really effect the curvature, thus there is enough of the phytochrome in the wild-type to achieve maximum curvature. [8] For the phytochrome B over expression mutant higher curvature than normal at higher fluences of light indicated that phy B controls curvature at high fluences. [8] Overall, they concluded that phytochrome A controls curvature at low fluences of light. [8]

Phytochrome effect on root growth

Phytochromes can also affect root growth. It has been well documented that gravitropism is the main tropism in roots. However, a recent study has shown that phototropism also plays a role. A red light induced positive phototropism has been recently recorded in an experiment that used Arabidopsis to test where in the plant had the most effect on a positive phototropic response. The experimenters utilized an apparatus that allowed for root apex to be zero degrees so that gravitropism could not be a competing factor. When placed in red light, Arabidopsis roots displayed a curvature of 30 to 40 degrees. This showed a positive phototropic response in the red light. They then wanted to pinpoint exactly where in the plant light is received. When roots were covered there was little to no curvature of the roots when exposed to red light. In contrast, when shoots were covered, there was a positive phototropic response to the red light. This proves that lateral roots is where light sensing takes place. In order to further gather information regarding the phytochromes involved in this activity, phtochrome A, B, D and E mutants, and WT roots were exposed to red light. Phytochrome A and B mutants were severely impaired. There was no significant difference in the response of phyD 그리고 phyE compared with the wildtype, proving that phyA 그리고 피비 are responsible for positive phototropism in roots.

Chemically, phytochrome consists of a 발색단, a single bilin molecule consisting of an open chain of four pyrrole rings, covalently bonded to the protein moiety via highly conserved cysteine amino acid. It is the chromophore that absorbs light, and as a result changes the conformation of bilin and subsequently that of the attached protein, changing it from one state or isoform to the other.

The phytochrome chromophore is usually phytochromobilin, and is closely related to phycocyanobilin (the chromophore of the phycobiliproteins used by cyanobacteria and red algae to capture light for photosynthesis) and to the bile pigment bilirubin (whose structure is also affected by light exposure, a fact exploited in the phototherapy of jaundiced newborns). The term "bili" in all these names refers to bile. Bilins are derived from the closed tetrapyrrole ring of haem by an oxidative reaction catalyzed by haem oxygenase to yield their characteristic open chain. Chlorophyll too is derived from haem (Heme). In contrast to bilins, haem and chlorophyll carry a metal atom in the center of the ring, iron or magnesium, respectively. [9]

더 피정말로 state passes on a signal to other biological systems in the cell, such as the mechanisms responsible for gene expression. Although this mechanism is almost certainly a biochemical process, it is still the subject of much debate. It is known that although phytochromes are synthesized in the cytosol and the PNS form is localized there, the P정말로 form, when generated by light illumination, is translocated to the cell nucleus. This implies a role of phytochrome in controlling gene expression, and many genes are known to be regulated by phytochrome, but the exact mechanism has still to be fully discovered. It has been proposed that phytochrome, in the P정말로 form, may act as a kinase, and it has been demonstrated that phytochrome in the P정말로 form can interact directly with transcription factors. [10]

The phytochrome pigment was discovered by Sterling Hendricks and Harry Borthwick at the USDA-ARS Beltsville Agricultural Research Center in Maryland during a period from the late 1940s to the early 1960s. Using a spectrograph built from borrowed and war-surplus parts, they discovered that red light was very effective for promoting germination or triggering flowering responses. The red light responses were reversible by far-red light, indicating the presence of a photoreversible pigment.

The phytochrome pigment was identified using a spectrophotometer in 1959 by biophysicist Warren Butler and biochemist Harold Siegelman. Butler was also responsible for the name, phytochrome.

In 1983 the laboratories of Peter Quail and Clark Lagarias reported the chemical purification of the intact phytochrome molecule, and in 1985 the first phytochrome gene sequence was published by Howard Hershey and Peter Quail. By 1989, molecular genetics and work with monoclonal antibodies that more than one type of phytochrome existed for example, the pea plant was shown to have at least two phytochrome types (then called type I (found predominantly in dark-grown seedlings) and type II (predominant in green plants)). It is now known by genome sequencing that 애기장대 has five phytochrome genes (PHYA - E) but that rice has only three (PHYA - C). While this probably represents the condition in several di- and monocotyledonous plants, many plants are polyploid. Hence maize, for example, has six phytochromes - phyA1, phyA2, phyB1, phyB2, phyC1 and phyC2. While all these phytochromes have significantly different protein components, they all use phytochromobilin as their light-absorbing chromophore. Phytochrome A or phyA is rapidly degraded in the Pfr form - much more so than the other members of the family. In the late 1980s, the Vierstra lab showed that phyA is degraded by the ubiquitin system, the first natural target of the system to be identified in eukaryotes.

In 1996 David Kehoe and Arthur Grossman at the Carnegie Institution at Stanford University identified the proteins, in the filamentous cyanobacterium Fremyella diplosiphon called RcaE with similarly to plant phytochrome that controlled a red-green photoreversible response called chromatic acclimation and identified a gene in the sequenced, published genome of the cyanobacterium Synechocystis with closer similarity to those of plant phytochrome. This was the first evidence of phytochromes outside the plant kingdom. Jon Hughes in Berlin and Clark Lagarias at UC Davis subsequently showed that this Synechocystis gene indeed encoded a bona fide phytochrome (named Cph1) in the sense that it is a red/far-red reversible chromoprotein. Presumably plant phytochromes are derived from an ancestral cyanobacterial phytochrome, perhaps by gene migration from the chloroplast to the nucleus. Subsequently, phytochromes have been found in other prokaryotes including Deinococcus radiodurans 그리고 아그로박테리움 투메파시엔스. 에 데이노코커스 phytochrome regulates the production of light-protective pigments, however in Synechocystis 그리고 아그로박테리움 the biological function of these pigments is still unknown.

In 2005, the Vierstra and Forest labs at the University of Wisconsin published a three-dimensional structure of a truncated 데이노코커스 phytochrome (PAS/GAF domains). This paper revealed that the protein chain forms a knot - a highly unusual structure for a protein. In 2008, two groups around Essen and Hughes in Germany and Yang and Moffat in the US published the three-dimensional structures of the entire photosensory domain. One structures was for the Synechocystis sp. (strain PCC 6803) phytochrome in Pr and the other one for the 녹농균 phytochrome in the P정말로 상태. The structures showed that a conserved part of the PHY domain, the so-called PHY tongue, adopts different folds. In 2014 it was confirmed by Takala et al that the refolding occurs even for the same phytochrome (from Deinococcus) as a function of illumination conditions.

Around 1989, several laboratories were successful in producing transgenic plants which produced elevated amounts of different phytochromes (overexpression). In all cases the resulting plants had conspicuously short stems and dark green leaves. Harry Smith and co-workers at Leicester University in England showed that by increasing the expression level of phytochrome A (which responds to far-red light), shade avoidance responses can be altered. [11] As a result, plants can expend less energy on growing as tall as possible and have more resources for growing seeds and expanding their root systems. This could have many practical benefits: for example, grass blades that would grow more slowly than regular grass would not require mowing as frequently, or crop plants might transfer more energy to the grain instead of growing taller.


Regulation of phycoerythrin synthesis and cellular morphology in Fremyella diplosiphon green mutants

Light-dependent modification of photosynthetic pigmentation and cellular growth responses is commonly associated with increased fitness in photosynthetic organisms, including cyanobacteria. Prior analyses of pigmentation mutants in the freshwater cyanobacterium Fremyella diplosiphon has resulted in the observation that RcaE is a photosensor responsible for regulating organismal responses to changes in red light (RL) and green light (GL). RcaE regulates both pigmentation and cellular morphology, yet previous investigations and the analysis of additional pigmentation mutants here show that the signaling pathways regulating pigmentation and morphology appear to branch downstream of RcaE. We provide evidence that a ΔcpeR mutant has altered regulation of cellular morphology in addition to a known disruption in phycoerythrin synthesis. This marks the first description of the association of a regulator with the control of cellular morphology under both RL and GL in F. diplosiphon, apart from RcaE. In addition to providing a link between CpeR and the photoregulation of morphology in F. diplosiphon, the isolation of a ΔcpeR::IS66 mutant in the UTEX 481 strain represents both the first isolation of an IS66-based gene disruption and verification of the existence of an IS66-related element in F. diplosiphon.

하이라이트

► Regulator CpeR is required for apposite photocontrol of cellular morphology. ► CpeR is thus a regulator of morphology and pigmentation in Fremyella diplosiphon. ► Besides RcaE, CpeR is the only effector regulating morphology under red and green. ► F. diplosiphon 가지다 IS66 elements, recently found outside agrobacteria and rhizobia.


New role for protein family could provide path to how crop traits are modified

This is a fluorescence micrograph of a mutant of the filamentous cyanobacterium Fremyella diplosiphon showing the autofluorescence that results from the overaccumulation of the photosynthetic pigment phycoerythrin. This phenotype can result from the deletion of the gene encoding a translation initiation factor 3. Credit: Xin Zhang and Lina Li

Pioneering new research from a team of Indiana University Bloomington biologists has shown for the first time that a protein which has been long known to be critical for the initiation of protein synthesis in all organisms can also play a role in the regulation of gene expression in some bacteria, and probably land plants as well.

The protein, called translation initiation factor 3, or IF3, is one of three proteins that make up the core structure of the machinery needed to guide the joining of messenger RNAs and ribosomes as protein translation commences. These three proteins have been widely considered to simply operate in a constitutive manner and play little, if any, role in regulating the expression of genes.

The new findings, from the laboratory of David M. Kehoe, professor of biology in the Indiana University Bloomington College of Arts and Sciences, reveals that IF3, in addition to its well-accepted function during translation initiation, also regulates the expression of genes that encode components of the photosynthetic machinery in response to changes in the color of light in the surrounding environment, a process known as "chromatic acclimation."

These photosynthesis genes produce red-pigmented proteins called phycoerythrin in cyanobacteria when the cells are grown in green light and allow these organisms to efficiently absorb the predominant ambient light color for photosynthesis. The team uncovered the novel function of IF3 while searching for mutants that incorrectly regulated phycoerythrin. The discovery of this mutant was at first surprising, because in all other bacteria that have been examined, mutations in infC (the gene that encodes IF3) are lethal.

The team solved this puzzle by uncovering a second infC gene in Fremyella diplosiphon, the model organism for the study of light color responsiveness in cyanobacteria. While both IF3s, which have been named IF3a and IF3b, can act in the traditional role of translation initiation, only IF3a was found to also regulate photosynthetic gene expression.

By exploring the genomes of hundreds of prokaryotes and eukaryotes in collaboration with members of the laboratory of Indiana University Distinguished Professor and Class of 1955 Professor Jeffrey Palmer, the group identified a wide range of species whose genomes appear to have the potential to encode multiple IF3s, with one organism apparently encoding five distinct IF3 family members. And since almost none of these species are capable of chromatic acclimation, Kehoe believes that multiple IF3s must be used to regulate a wide range of environmental and perhaps developmental responses in both prokaryotes and eukaryotes.

"Particularly interesting was our finding that IF3 families exist in a number of plant species, including commercially important crops," Kehoe said. "This means that new approaches to the modification of traits in agriculturally significant plant species may be possible by manipulating the expression patterns of different IF3 family members."

The discovery has generated excitement for an additional reason. Historically, scientists have had a difficult time studying IF3 because it is so essential for translation initiation that it can not be altered without causing death. In fact, it remains one of the few proteins involved in translation for which no effective antibiotic has been developed. But the ability of the Kehoe team to delete either of the two infC genes in F. diplosiphon without causing lethality will allow the group to modify both IF3a and IF3b at will.

"Now that we know that F. diplosiphon contains two functionally different IF3s, and that each is nonessential, we have a unique opportunity to enhance our understanding of how the structural features of IF3 are related to its function," Kehoe said. "Advancing our understanding of the role of IF3 in translation is likely to provide opportunities to develop new antibiotics that are targeted to this class of proteins."


지원 정보

Phylogenetic analyses of moss and related TSPOs (Figure S1), purified wild-type (WT) FdTSPO1 and FdTSPO1-LAF mutant (LAF) protein (Figure S2), UV/vis absorption spectral measurements of FdTSPO1 in the presence and absence of hemin (Figure S3), FdTSPO2 and FdTSPO3 binding to tetrapyrrole-bound resin (Figure S4), sequence alignment of TSPO proteins for various organisms (Figure S5), and tryptophan quenching and binding curve of TSPO1 from Fremyella diplosiphon upon binding of hopanoid (Figure S6) (PDF)